1. INTRODUCCIÓN: UNA CADENA DE TRANSFORMACIONES IRREVERSIBLES

La histopatología convierte una muestra humana tridimensional, perecedera y heterogénea en una preparación estable de pocos micrómetros que permite emitir un diagnóstico. La aparente sencillez de la secuencia —fijar, tallar, procesar, incluir, cortar, teñir y mirar— oculta su propiedad más importante: cada etapa selecciona y transforma información, y parte de esa transformación es irreversible. La tinción más perfecta no recupera una mucosa autolizada; un nuevo corte no incorpora el margen que no se muestreó; la inmunohistoquímica no corrige que un fragmento se atribuyera al paciente equivocado. Por eso el tema debe estudiarse como un sistema de seguridad del paciente, no como un recetario técnico.

El producto final tampoco es solo el portaobjetos. El verdadero resultado es una unidad compuesta por la identidad del paciente, la petición clínica, el espécimen recibido, la descripción macroscópica, el mapa de bloques, los bloques de parafina, las preparaciones, las imágenes, las técnicas complementarias y el informe. Si una de esas relaciones se rompe, puede existir una lámina técnicamente impecable pero clínicamente inútil o, peor aún, atribuida a otra persona. La trazabilidad vertical enlaza paciente → episodio → recipiente → pieza → casete → bloque → portaobjetos → imagen → resultado; la trazabilidad temporal documenta quién hizo qué, cuándo, con qué equipo y ante qué incidencia.

Conviene distinguir cinco objetivos que actúan simultáneamente:

• Identidad: que cada derivado pertenezca de forma inequívoca al caso correcto y conserve la relación con su origen anatómico.
• Representatividad: que el muestreo responda a la pregunta diagnóstica, de estadificación y de biomarcadores, sin agotar innecesariamente el tejido.
• Preservación: que morfología, proteínas y ácidos nucleicos mantengan una calidad compatible con las técnicas previstas.
• Observabilidad: que el tejido quede orientado, seccionado, teñido, montado e iluminado de forma que las estructuras relevantes puedan discriminarse.
• Seguridad: que la manipulación controle riesgos biológicos, químicos, cortantes, térmicos, ergonómicos y ambientales.

Estos objetivos pueden entrar en tensión. Abrir precozmente una pieza favorece la fijación, pero un corte no planificado puede destruir una relación anatómica o un margen. Reservar tejido fresco permite cultivo, citometría, genética o biobanco, pero nunca debe comprometer el diagnóstico asistencial. Una fijación intensa preserva arquitectura, pero puede perjudicar determinadas dianas moleculares. La práctica correcta no consiste en maximizar una variable aislada, sino en anticipar el conjunto de estudios y aplicar un procedimiento validado para el tipo de muestra.

La técnica de rutina es el material fijado en formalina neutra tamponada e incluido en parafina —FFPE, por formalin-fixed, paraffin-embedded—, porque ofrece un equilibrio robusto entre morfología, archivo y técnicas complementarias. No es, sin embargo, la única vía. El tejido fresco puede distribuirse para microbiología, citometría de flujo, citogenética, congelación, inmunofluorescencia o biobanco; la congelación permite respuesta intraoperatoria rápida; el glutaraldehído preserva ultraestructura para microscopía electrónica; y los protocolos de descalcificación se adaptan al componente mineral. Elegir mal la vía antes de fijar puede cerrar definitivamente una posibilidad diagnóstica.

La metodología que sigue se apoya en la ISO 15189:2022 como marco de calidad y competencia, en las guías CAP y ASCO-CAP para trazabilidad y preanalítica, en los protocolos CAP y datasets RCPath para el examen macroscópico, y en los textos de histotecnología de Bancroft, 8.ª edición (2018), y Carson y Cappellano, 5.ª edición (2020) para los fundamentos técnicos. Bioseguridad y residuos se actualizan con la OMS, la legislación española consolidada y los procedimientos del SAS vigentes o localmente adaptados a agosto de 2026.

2. SOLICITUD, RECEPCIÓN, IDENTIFICACIÓN Y TRANSPORTE

2.1. La preanalítica comienza antes de que la muestra exista

El laboratorio no puede compensar una obtención mal planificada. Antes del procedimiento debe saberse qué material se espera, qué pregunta se formula y si se necesitan circuitos distintos del formol. Ante una masa sospechosa de linfoma puede ser necesario reservar tejido fresco para citometría; en una biopsia renal, distribuir fragmentos para microscopía óptica, inmunofluorescencia y electrónica; en una infección, enviar material estéril a microbiología antes de fijar; y en un sarcoma, prever estudios moleculares o biobanco. El plan debe acordarse con el equipo clínico y constar en procedimientos accesibles, no improvisarse cuando la pieza ya está sumergida.

La petición debe aportar, como mínimo funcional, identificación inequívoca, localización anatómica y lateralidad cuando proceda, tipo de procedimiento, fecha y hora relevantes, antecedentes y hallazgos que modifiquen el examen, orientación quirúrgica, diagnóstico o pregunta clínica, estudios solicitados y advertencias de riesgo. “Biopsia” no identifica un órgano; “masa” no explica si se pretende confirmar malignidad, valorar un margen o clasificar un proceso linfoproliferativo. La información clínica no sustituye la morfología, pero determina qué debe buscarse y cómo debe conservarse.

2.2. Recipiente, etiqueta y concordancia

El recipiente primario ha de ser compatible con el contenido, estanco, resistente, de boca suficientemente amplia para extraer la pieza sin deformarla y de tamaño que permita contacto efectivo con el fijador. Debe etiquetarse en presencia del paciente o siguiendo el circuito positivo definido en el lugar de obtención. La solicitud viaja separada del recipiente para que un escape no destruya la información. No debe confiarse en una etiqueta suelta dentro de la bolsa, en una tapa intercambiable ni en el orden de una bandeja.

En recepción se realiza una concordancia activa: identificadores del recipiente frente a la petición, número y naturaleza de los envases, sitio anatómico, lateralidad, tipo de muestra, fijador, integridad, volumen aparente, horario y estudios especiales. “Aceptar” no significa ignorar una discrepancia. Una muestra irremplazable con defecto de identificación no se desecha de forma automática ni se procesa fingiendo normalidad: se inmoviliza, se investiga con quien la obtuvo, se documenta la decisión y se aplica el procedimiento de excepción autorizado. Nunca se corrige una etiqueta retrospectivamente sin dejar rastro.

La guía CAP/NSH de etiquetado uniforme, publicada en 2015 y aún incluida entre las guías CAP vigentes en 2026, recomienda dos identificadores del paciente en bloques y portaobjetos, uno de ellos vinculado al número de acceso y tipo de caso (PMID 25897820). El código de barras reduce transcripciones, pero no legitima asociaciones ciegas: debe leerse en puntos definidos y el sistema ha de impedir que se imprima, incluya o tiña material bajo un caso discordante.

2.3. Selección del medio y del tiempo de transporte

La pieza rutinaria debe quedar totalmente en contacto con suficiente fijador. La proporción de aproximadamente diez volúmenes de formalina por uno de tejido es una referencia técnica frecuente en CAP/RCPath y Bancroft 8.ª ed. (2018), no una garantía automática: una masa intacta puede quedar mal fijada aunque flote en un gran depósito. La penetración depende de grosor, cápsula, grasa, sangre y apertura; por eso las piezas grandes requieren recepción rápida e incisiones planificadas que faciliten la fijación sin destruir márgenes ni relaciones anatómicas.

El transporte intracentro usa un recipiente primario cerrado, contención secundaria estanca, soporte que evite vuelcos, identificación exterior y un circuito que reduzca demora. Los sistemas neumáticos solo se emplean si la muestra, el volumen, el fijador y el equipo están expresamente autorizados; una rotura con formalina en una instalación neumática transforma un problema preanalítico en un incidente químico de difícil control.

2.4. Transporte externo: no todo tejido es “UN 3373”

Cuando la muestra circula por carretera fuera del centro, la clasificación depende del riesgo real, no de que sea humana. El ADR 2025 distingue las sustancias infecciosas de categoría A, las de categoría B y las muestras humanas exentas. Una categoría B se expide como UN 3373, “BIOLOGICAL SUBSTANCE, CATEGORY B”, con la instrucción de embalaje P650: recipiente primario estanco, embalaje secundario estanco, material absorbente suficiente para líquidos y embalaje exterior resistente. Una muestra con probabilidad mínima de patógenos puede ser “Exempt human specimen”, pero también requiere un sistema básico que impida fugas. La decisión corresponde a una persona competente y considera historia, sospecha, agente, forma y cantidad.

La fijación puede neutralizar muchos agentes, pero no debe presumirse que todo tejido fijado carece de riesgo; además, el fijador puede introducir un peligro químico sujeto a requisitos propios. Temperatura de conservación y normativa de mercancías peligrosas son preguntas diferentes. Refrigerar una muestra no corrige una clasificación incorrecta, y el refrigerante —sobre todo hielo seco— añade condiciones específicas. El expedidor debe documentar contenido, clasificación, embalaje, remitente, destinatario, contingencia y cadena de custodia conforme al ADR 2025, a la guía OMS de transporte 2021-2022 y al procedimiento institucional.

3. FIJACIÓN Y PRESERVACIÓN PREANALÍTICA

3.1. Qué persigue la fijación

La fijación detiene la autólisis y la putrefacción, estabiliza componentes celulares y extracelulares, mantiene relaciones espaciales y aporta consistencia para el procesamiento y el corte. No conserva todo por igual. Una condición excelente para arquitectura puede enmascarar epítopos, fragmentar ácidos nucleicos, extraer lípidos o alterar pigmentos. Por eso se valida el proceso completo para el uso previsto: fijador, tiempo, tamaño, temperatura, procesador, recuperación y ensayo.

Antes de entrar en el fijador transcurre la isquemia fría, intervalo entre la interrupción del aporte sanguíneo y el inicio efectivo de la fijación. Durante él continúan autólisis, degradación de ARN, cambios de fosforilación y alteraciones proteicas. Debe ser tan corto como sea practicable y quedar documentado cuando condiciona biomarcadores. No existe un único límite universal para todos los órganos y analitos. En mama, la actualización ASCO-CAP de RE/RP de 2020 constituye una regla específica: isquemia fría no superior a una hora, cortes de la pieza a intervalos de 5 mm y fijación en formalina neutra tamponada al 10% durante 6-72 horas. Es un error convertir esos números en ley general de toda histopatología; son requisitos validados para esos biomarcadores.

3.2. Formalina neutra tamponada al 10%

La formalina comercial concentrada es una disolución acuosa de formaldehído, habitualmente estabilizada con metanol. La denominada formalina neutra tamponada al 10% utilizada en histología contiene aproximadamente un 4% de formaldehído; el INSST describe ese orden de concentración en el ámbito sanitario en su ficha BASEQUIM de tallado, actualizada en 2018. El “10%” se refiere a la dilución histórica de la formalina concentrada, no a un 10% de formaldehído puro.

El formaldehído reacciona con grupos de las proteínas y crea enlaces cruzados, entre ellos puentes metileno. Preserva bien la arquitectura y permite archivo prolongado, pero el entrecruzamiento puede ocultar epítopos y modificar ácidos nucleicos. El tampón mantiene un pH próximo a la neutralidad y reduce la formación de pigmento ácido formólico. Penetración y fijación química no son sinónimos: el líquido puede alcanzar una zona antes de que la reacción esté completada. Una pieza gruesa, grasa o encapsulada necesita apertura o laminado adecuado y tiempo suficiente.

La pregunta resume tres ideas de examen. Primera: el formol es un fijador de adición/entrecruzamiento, no el prototipo de coagulante por deshidratación. Segunda: tiempo, pH y grosor condicionan morfología, inmunorreactividad y biología molecular. Tercera: su utilidad no lo vuelve seguro. En 2026 el formaldehído sigue clasificado por el INSST como cancerígeno 1B y sensibilizante, bajo el Real Decreto 665/1997.

3.3. Variables que deben registrarse y controlarse

La infrafijación puede verse como pérdida nuclear, desintegración, falsa separación, tinción irregular y centro blando. La sobrefijación no siempre se reconoce en la HE, pero puede reducir inmunorreactividad o calidad molecular. Si un biomarcador da un resultado inesperado, la duración y el tipo de fijación forman parte de la interpretación; no se “normaliza” un caso fuera de especificación ocultando el dato.

3.4. Fijadores especiales: conocerlos no significa usarlos de rutina

3.5. Descalcificación

El calcio impide un corte adecuado y puede requerir descalcificación tras una fijación suficiente. Los ácidos minerales fuertes son rápidos, pero el exceso deteriora núcleos, antígenos y ácidos nucleicos; el ácido fórmico ofrece un compromiso intermedio; los quelantes como EDTA actúan más lentamente y suelen preservar mejor inmunohistoquímica y estudios moleculares. El protocolo CAP de biopsias de partes blandas, versión 4.2.0.0 (2023), recomienda preferir EDTA frente a descalcificación ácida agresiva cuando se prevén estudios adicionales y, si es posible, reservar tejido blando no descalcificado.

El punto final no debe decidirse doblando o pinchando sin control una muestra valiosa. Se emplea el método validado por el laboratorio —radiografía, ensayo químico o tiempo protocolizado según material— y se documenta agente y duración. Una descalcificación insuficiente produce desgarro y daño de cuchilla; una excesiva puede generar una HE pálida y falsos negativos inmunohistoquímicos. La información debe acompañar al bloque cuando se deriva a otro centro.

3.6. La excepción priónica

La formalina convencional no neutraliza de forma fiable los priones. Si existe sospecha de enfermedad priónica, el laboratorio debe ser avisado antes de abrir, congelar o procesar el material y activar su circuito específico. La vía neuropatológica incluye división planificada de tejido, instrumental y residuos controlados y tratamiento con ácido fórmico conforme al protocolo experto. El RCPath, vía de neuropatología no neoplásica v5 (2023), describe formalina y un paso de ácido fórmico para reducir infectividad. Un estudio español de 2026 confirmó una reducción aproximada de 4,4-5 log10 en los modelos evaluados, pero detectó infectividad residual (PMID 42574059): reducir no equivale a esterilizar.

4. ESTUDIO MACROSCÓPICO Y TALLADO

4.1. Finalidad: convertir anatomía tridimensional en un mapa comprobable

El estudio macroscópico verifica qué se ha recibido, orienta la pieza, documenta hallazgos visibles y selecciona los fragmentos que representarán el caso al microscopio. No es una fase “previa” al diagnóstico: ya es interpretación anatomopatológica. El tallado decide qué parte del órgano sobrevivirá como bloque y qué relaciones podrán medirse después. Por eso una buena macroscopia debe permitir a otro patólogo reconstruir la lógica del muestreo sin tener la pieza delante.

Antes de cortar se revisan petición, procedimiento, imágenes, antecedentes, marcadores de orientación y protocolos de órgano. Se comprueba integridad: una pieza fragmentada no permite inferir márgenes como una resección orientada. Se identifica qué superficies son verdaderos márgenes quirúrgicos y cuáles son serosa, cápsula o superficie de rotura. Tinta sobre una superficie no la convierte en margen; el significado nace de la cirugía y de la anatomía.

4.2. Secuencia disciplinada

1. Confirmar: identidad, recipiente, lateralidad, procedimiento, orientación, fijador y número de componentes.
2. Inspeccionar sin destruir: integridad, suturas, clips, grapas, defectos, adherencias y relaciones externas.
3. Orientar: integrar la información del cirujano, anatomía, radiología y fotografía; resolver dudas antes de seccionar.
4. Medir: dimensiones relevantes con método reproducible; pesar solo cuando aporta información o lo exige el protocolo.
5. Marcar: aplicar tintas a márgenes/superficies definidos y registrar el código de color.
6. Abrir o laminar: facilitar fijación y exponer la lesión conservando la relación con márgenes y estructuras.
7. Describir: localización, tamaño, forma, bordes, color, consistencia, hemorragia, necrosis, profundidad y relaciones.
8. Muestrear: seleccionar bloques que respondan a diagnóstico, extensión, margen, ganglios y biomarcadores.
9. Mapear: dictar una clave de bloques inequívoca y, si aporta valor, anotarla sobre fotografía o esquema.
10. Conciliar: comprobar número de casetes, rótulos, tejido residual y destino de material especial.

Las dimensiones se expresan en tres ejes cuando la geometría lo exige y se aclara qué se está midiendo. En una lesión se registra el máximo diámetro y los ejes adicionales pertinentes, no una falsa precisión derivada de tejido deformable. La distancia al margen puede obtenerse macroscópica o microscópicamente según el caso; el método debe ser coherente con el protocolo de órgano. Hemorragia y necrosis se describen, pero su porcentaje visual no debe inventarse si no puede estimarse de forma reproducible.

4.3. Tintas, márgenes y planos de corte

La tinta permite reconocer una superficie después del procesamiento. Se seca o fija conforme al producto validado, se evita que corra por hendiduras y se usa un mapa estable de colores. La elección entre muestreo perpendicular/radial y en face responde a preguntas diferentes. El perpendicular muestra la relación y permite medir distancia entre lesión y margen; el en face examina una superficie mayor pero, si contiene tumor, no informa por sí solo de la distancia exacta. Presentarlos como técnicas intercambiables es un error.

Los protocolos CAP y los datasets RCPath son organoespecíficos porque el valor de una relación cambia con la pieza. En colon interesa profundidad, serosa, margen circunferencial y ganglios; en mama, orientación, tamaño, bordes y márgenes; en cabeza y cuello, profundidad de invasión y superficies complejas; en hueso, respuesta y márgenes tras correlación radiológica. No existe una norma universal de “un bloque por centímetro” aplicable a todo. Cuando se usa una densidad de muestreo, debe citarse el protocolo, órgano, edición y circunstancia.

4.4. Representatividad y conservación de tejido

El muestreo incluye las zonas que explican el diagnóstico y las que podrían cambiarlo: lesión viable, transición con tejido no afectado, interfaz invasiva, máxima profundidad, áreas heterogéneas, hemorragia o necrosis relevantes, relación con estructuras, márgenes y ganglios. En una neoplasia tratada se busca lecho tumoral y focos residuales; en una lesión quística se priorizan pared, nódulos y zonas sólidas; en un proceso difuso se distribuye el muestreo anatómicamente. “Representativo” no significa elegir el fragmento más bonito, sino reducir el riesgo de omitir la alternativa clínicamente importante.

Al mismo tiempo, el tejido es un recurso finito. Un bloque demasiado lleno procesa mal; demasiados niveles sin indicación pueden agotar una biopsia; reservar todo para investigación compromete asistencia; y colocar toda la lesión en descalcificación fuerte puede cerrar la vía molecular. La planificación establece prioridades: diagnóstico y seguridad del paciente, estadificación y biomarcadores asistenciales, archivo razonable y, después, investigación o biobanco bajo sus requisitos.

4.5. Estación de tallado y organización segura

El INSST define el tallado como la descripción macroscópica y selección de áreas para microscopía, incluyendo extracción del fijador, lavado, incisiones y colocación en casetes. Su ficha BASEQUIM, actualizada en 2018, exige una estación específica con extracción localizada para las operaciones que emiten formaldehído. La superficie debe ser no absorbente, fácil de descontaminar, ergonómica y compatible con drenaje seguro; recipientes y residuos permanecen cerrados, y los trasvases se reducen al mínimo.

La distribución del puesto debe permitir trabajar con un solo caso, mantener casetes visibles y separados, cambiar o limpiar instrumental entre muestras, descartar hojas sin introducir las manos en su trayectoria y documentar sin abandonar la identidad activa. El asistente, si lo hay, confirma y gestiona casetes sin crear dos flujos paralelos. Dictado, fotografía y código de barras se integran en el mismo caso; no se deja una pieza abierta mientras se inicia otra.

4.6. Documentación macroscópica útil

Una descripción útil evita tanto el telegrama como la novela. Debe contener lo que identifica la pieza, demuestra su examen y fundamenta el muestreo. Los términos se usan de manera consistente: circunscrito no equivale a encapsulado; “margen libre macroscópicamente” no reemplaza el estudio histológico; “necrosis” exige distinguirla de hemorragia, fibrina o cambio posquirúrgico. La clave de bloques cierra el razonamiento: A1 margen proximal, A2 distal, A3 lesión con máxima profundidad, por ejemplo. Las letras concretas dependen del sistema, pero cada casete debe tener un significado único.

La fotografía complementa la descripción cuando preserva orientación, relación espacial, aspecto antes de cortar, mapa de bloques o correlación radiológica. No autoriza a omitir medidas ni a escribir “véase foto”. Una imagen sin escala, orientación y vínculo al caso es ilustrativa; una imagen trazada y calibrada se convierte en evidencia del proceso. La sección 10 desarrolla sus requisitos.

5. MUESTREO, CASETES Y TRAZABILIDAD DEL BLOQUE

5.1. Del hallazgo macroscópico a una hipótesis comprobable

El casete es una decisión diagnóstica materializada. Al introducir un fragmento se afirma que esa porción representa una localización, una relación o una hipótesis concreta; lo que queda fuera no aparecerá por arte de la técnica. La selección debe seguir el protocolo del órgano, la información clínica, el tratamiento previo y los hallazgos de la pieza. En tumores se incluyen las interfaces que permiten valorar invasión, máxima profundidad, heterogeneidad, relación con márgenes y estructuras, además de tejido no tumoral pertinente. En patología no neoplásica se distribuye el muestreo para demostrar extensión, fase evolutiva y diagnósticos diferenciales.

El tallado se realiza con un solo caso activo. Antes de abrir el recipiente se concilian identidad y número de partes; antes de cerrar el caso se concilian fragmentos, casetes, clave de bloques y tejido residual. Los casetes se imprimen o rotulan desde el sistema validado y se mantienen físicamente asociados al caso. Un código de barras mejora la seguridad cuando obliga a leer y confirmar la transición, pero pierde valor si se escanean lotes por adelantado o se reutiliza una pantalla que conserva el paciente anterior.

La guía CAP/NSH de 2015 recomienda dos identificadores en bloques y portaobjetos, uno vinculado al número de acceso y tipo de caso. La subidentificación del bloque —A1, A2, etc.— debe ser única dentro del caso y corresponder a una clave macroscópica inequívoca. Las abreviaturas locales se normalizan; una letra no puede significar “margen” para una persona y “masa” para otra. Cuando un bloque se recorta, se reorienta, se agota o se presta, la nueva acción conserva el vínculo con el original.

5.2. Tamaño, espesor y carga del casete

Para que el procesador actúe de manera homogénea, el fijador y los reactivos deben alcanzar todo el fragmento. Bancroft, 8.ª ed. (2018), y Carson y Cappellano, 5.ª ed. (2020), describen como práctica ordinaria fragmentos de pocos milímetros de espesor, habitualmente alrededor de 3-4 mm para procesamiento rutinario en parafina; la cifra debe adaptarse al tejido y al protocolo validado. No sirve obtener una lámina delgada si se pliega sobre sí misma, ni forzar una pieza gruesa en un casete hasta impedir el flujo.

El casete no se sobrecarga. Los fragmentos deben quedar contenidos sin superponerse de manera que impida infiltración o una orientación posterior. Las biopsias diminutas se protegen con papel, esponjas compatibles, bolsas de biopsia o casetes de poro fino validados. El dispositivo elegido no debe retener pigmento, introducir fibras, comprimir el tejido ni ocultarlo durante la inclusión. Se cuenta y describe el material cuando sea posible; en agregados no cuantificables se registra esa limitación.

5.3. Orientar es decidir qué relación aparecerá primero

La cara que se apoya contra el fondo del molde será la primera que alcance la cuchilla. Esa regla conecta tallado e inclusión. Una mucosa se presenta de canto para mostrar su espesor; una epidermis debe quedar perpendicular; varios cilindros se llevan al mismo plano; un quiste se orienta para cruzar luz, pared y tejido externo; un margen radial sitúa la superficie entintada y la lesión en un plano medible. Si el técnico no puede deducir la orientación, el patólogo la indica en la clave o marca el fragmento.

El tejido debe conservarse para técnicas complementarias. Ante una lesión pequeña se evita gastar el frente en cortes repetidos sin propósito; pueden obtenerse secciones sin teñir en el momento oportuno, escoger un bloque con tumor viable y limitar la descalcificación. El protocolo CAP de partes blandas para biopsias, versión 4.2.0.0 (2023), señala que el EDTA es preferible a descalcificadores ácidos fuertes cuando se necesitan inmunohistoquímica o estudios moleculares. Esta recomendación es contextual: el EDTA preserva mejor muchas dianas, pero es más lento, por lo que el método, el punto final y la urgencia deben estar validados.

6. PROCESAMIENTO TISULAR: DESHIDRATACIÓN, ACLARAMIENTO E INFILTRACIÓN

6.1. Principio y secuencia

La parafina es hidrófoba y no puede reemplazar directamente el agua de un tejido fijado. El procesamiento crea una transición gradual: tras completar la fijación, una serie de alcoholes retira el agua; un agente de aclaramiento miscible con alcohol y parafina sustituye al alcohol; y la parafina líquida desplaza al aclarador e infiltra los espacios tisulares. La secuencia de rutina es, por tanto, fijación → deshidratación → aclaramiento → infiltración. Invertirla no es un matiz terminológico: explica por qué el arrastre de agua bloquea el aclaramiento y termina en tejido mal infiltrado.

Los procesadores automáticos controlan tiempos, temperatura, vacío o presión, agitación y transferencia de reactivos. No eliminan la necesidad de validar. Un protocolo para biopsias pequeñas no es apropiado sin más para tejido graso o una pieza densa; un ciclo abreviado puede ser seguro solo dentro del espesor, fijación y equipo estudiados. Cada programa especifica tipos y carga de casetes, reactivos, concentración, límites de uso, temperatura, alarmas y acciones ante interrupción.

6.2. Deshidratación y arrastre

La deshidratación suele progresar desde alcoholes de concentración menor a alcohol absoluto para evitar cambios bruscos. La sangre, el agua aportada por cargas grandes y el fijador arrastrado consumen capacidad. Un alcohol “aún transparente” puede estar agotado; la gestión se basa en número y naturaleza de casetes, medición o calendario validado, no solo en apariencia. El agua que alcanza el xileno o su sustituto produce turbidez y dificulta la miscibilidad con la parafina.

La sobredeshidratación endurece y retrae, especialmente biopsias, tejido fibroso y material ya desecado. La infradeshidratación deja áreas blandas y húmedas que no se aclaran. Ambas pueden coexistir en una carga heterogénea: al prolongar el ciclo para una pieza gruesa se castigan las biopsias y, aun así, el centro de la pieza puede quedar insuficientemente tratado. La solución es normalizar el espesor y separar programas por necesidad, no prolongar indiscriminadamente.

6.3. Aclaramiento e infiltración

El xileno es un aclarador tradicional porque es miscible con alcohol absoluto y parafina. Sus sustitutos presentan perfiles distintos de velocidad, olor, inflamabilidad y compatibilidad; “sin xileno” no significa sin riesgo. El aclarador agotado o contaminado con agua provoca opacidad, mala infiltración y dificultad de corte. Una exposición excesiva endurece tejidos y aumenta la carga química. Los recipientes se mantienen cerrados, con extracción y gestión de residuos conforme a la evaluación de riesgos.

La parafina se elige por punto de fusión y prestaciones de corte; se mantiene solo a la temperatura necesaria para permanecer fundida según la ficha técnica y el equipo. Elevarla “por seguridad” acelera daño térmico, contracción y pérdida de ciertos antígenos. El vacío facilita la sustitución de reactivos y la salida de aire, pero no repara un fragmento demasiado grueso ni una deshidratación incompleta.

6.4. Control del procesador

Antes del ciclo se comprueban programa, nivel y orden de reactivos, temperatura, parafina, retortas, filtros, suministro, alarmas y carga. Tras el ciclo se observa si los tejidos tienen consistencia esperada y se registra cualquier cassette abierto, derrame o fallo. Una interrupción exige saber en qué reactivo estaba la carga y durante cuánto tiempo; reiniciar desde el principio puede sobredeshidratar y continuar sin evaluación puede dejar agua residual. El plan de contingencia debe estar escrito y ensayado.

La rotación de reactivos sigue un esquema trazable: el más limpio ocupa la etapa final y los anteriores avanzan o se eliminan conforme al criterio validado. No se completa un depósito “a ojo” mezclando lotes sin registrar. La calidad del agua, el porcentaje de alcohol, la contaminación cruzada y la limpieza de la retorta forman parte del mantenimiento. Los tejidos grasos, sanguinolentos o muy numerosos consumen reactivos con rapidez; los materiales exógenos pueden liberar sustancias incompatibles y deben retirarse o consultarse antes del procesado.

7. INCLUSIÓN, MICROTOMÍA Y CORTE POR CONGELACIÓN

7.1. Inclusión en parafina

Incluir es colocar el tejido infiltrado en un molde con parafina, con la orientación que hará visible la relación diagnóstica desde los primeros cortes. Se concilia casete, molde e identidad; se abre el casete, se cuentan los fragmentos y se investiga cualquier discrepancia. El tejido se manipula con pinza limpia y caliente solo lo necesario, sin quemarlo ni introducir restos de otro bloque. La cara de corte queda plana y próxima al fondo; los fragmentos múltiples se sitúan en un plano, sin superposición.

El bloque se enfría con rapidez controlada para obtener una matriz homogénea. Una placa demasiado caliente prolonga exposición térmica; enfriar mal genera cristalización o separación; el agua atrapada produce defectos. Tras solidificar se comprueba que todo el tejido pasó al bloque y que la etiqueta permanece inseparable. Si la orientación es incorrecta, se re-incluye de forma documentada antes de gastar material con cortes profundos.

7.2. Microtomía de rutina

El microtomo convierte el bloque en secciones suficientemente finas, continuas y planas para transmitir luz. En histología rutinaria se utilizan con frecuencia cortes de 3-5 µm, rango descrito en Bancroft 8.ª ed. (2018) y Carson 5.ª ed. (2020); el espesor se adapta a tejido y objetivo. Riñón, médula ósea, cerebro, depósitos o técnicas especiales pueden requerir otras condiciones. El valor seleccionado en el micrótomo solo es fiable si el equipo está mantenido y la mecánica no tiene holgura.

Antes de cortar se verifica identidad, orientación, limpieza, estado de cuchilla, bloqueo del portabloques y ajuste del ángulo conforme al fabricante. Se desbasta con prudencia hasta exponer la superficie completa y se recoge el nivel previsto. El baño de flotación relaja pliegues, pero no debe estar tan caliente ni retener tanto tiempo el corte que lo expanda o dañe. Su temperatura se valida en relación con el punto de fusión de la parafina, no mediante una cifra universal. El agua se mantiene limpia y se renueva con la frecuencia definida para reducir contaminantes.

El portaobjetos apropiado se identifica antes o inmediatamente dentro del flujo controlado, se recoge el corte sin arrugas y se seca según el protocolo. Los portaobjetos adhesivos se reservan cuando los procedimientos o el tejido lo requieren. Cada transición —bloque a cinta, cinta a baño, baño a porta— es un punto de riesgo de mezcla. La pinza, la cuchilla, la bandeja y el baño se inspeccionan entre casos, especialmente después de tejido fragmentado o friable.

7.3. Artefactos de corte y seguridad

La compresión produce secciones cortas y arrugadas por cuchilla desafilada, bloque caliente, ángulo inadecuado o parafina blanda. El chatter o “persiana veneciana” crea bandas por vibración: bloque muy duro o frío, cuchilla dañada, ángulo excesivo, velocidad alta o sujeción deficiente. Las líneas paralelas persistentes sugieren una muesca en la cuchilla o partícula dura; los desgarros focales pueden revelar infiltración incompleta, calcio o material extraño. El remedio se dirige a la causa: acondicionar el bloque, mover o cambiar cuchilla, ajustar sujeción/ángulo, re-incluir o re-procesar de forma justificada.

La cuchilla se trata siempre como un dispositivo cortante activo. Se bloquea el volante antes de tocar bloque o portacuchillas, se usa el protector, se retira la hoja con herramienta y se elimina directamente en contenedor de punzocortantes. Nunca se desliza el dedo por el filo ni se intenta atrapar una hoja que cae. La limpieza se hace con el filo protegido y el carro en posición segura. Formación, ergonomía y pausas reducen lesiones por repetición además de cortes.

7.4. Corte por congelación

La sección intraoperatoria responde una pregunta inmediata que puede cambiar la intervención: naturaleza de una lesión, representatividad o margen, entre otras. Requiere comunicación previa, identidad inequívoca, muestra fresca rápida, examen macroscópico dirigido y selección limitada. No es una histología de parafina acelerada. La congelación solidifica agua y grasa; el medio de inclusión sostiene el fragmento; el criostato permite seccionarlo a baja temperatura. La temperatura se ajusta al tejido y al equipo, porque grasa y tejido acuoso se comportan de forma diferente.

La congelación lenta produce cristales de hielo y distorsiona células; una orientación apresurada puede perder el margen; el tejido adiposo puede cortar mal; y la interpretación está limitada por tiempo, muestreo y calidad. El resultado se comunica con identificación y formulación inequívocas, se documenta la persona receptora y todo el tejido se fija y procesa para control definitivo. La discrepancia entre congelación y parafina se revisa para determinar si fue de muestreo, técnica o interpretación.

El criostato puede contaminarse con tejido y material biológico. Se aplican evaluación de riesgo, EPI, limpieza y desinfección compatibles con el equipo, manejo seguro de cuchilla y programa de descontaminación. No se aerosoliza polvo ni se barre en seco. Si se sospecha un agente de especial resistencia —por ejemplo, un prion— no se improvisa una congelación: se activa el circuito específico antes de manipular.

8. TINCIÓN DE HEMATOXILINA-EOSINA Y MONTAJE

8.1. Fundamento y secuencia operativa

La hematoxilina-eosina (H-E) es la tinción de orientación y diagnóstico de rutina. La hematoxilina se oxida a hemateína y, en presencia de un mordiente, forma complejos que muestran cromatina y estructuras basófilas en tonos azul-violeta. La eosina es un colorante ácido que tiñe proteínas citoplasmáticas y matriz extracelular en gamas rosadas. La imagen no depende solo de “ácido frente a básico”: fijación, pH, formulación, diferenciación, azulado, grosor y balance óptico modifican el resultado.

1. Desparafinar: eliminar por completo la parafina con reactivos compatibles.
2. Rehidratar: atravesar alcoholes decrecientes hasta agua para permitir la tinción acuosa.
3. Hematoxilina: aplicar el tiempo validado con control de concentración, oxidación y contaminación.
4. Diferenciar, si procede: retirar el exceso en los métodos regresivos sin borrar cromatina fina.
5. Azular: convertir el tono rojizo a azul estable en un medio de alcalinidad controlada.
6. Eosina: obtener contraste citoplasmático y extracelular equilibrado.
7. Deshidratar y aclarar: retirar agua sin extraer de forma excesiva la eosina y preparar el montaje.
8. Montar: usar medio compatible y cubreobjetos limpio, sin agua, burbujas ni tejido expuesto.

En un método progresivo se detiene la hematoxilina al alcanzar la intensidad deseada; en uno regresivo se sobretiñe y se diferencia después. Ambos son válidos si están normalizados. El tiempo nominal no garantiza equivalencia entre lotes o equipos. El control diario observa intensidad nuclear, detalle de cromatina, contraste citoplasmático, eritrocitos, colágeno, mucina, fondo y limpieza.

8.2. Qué hace diagnóstica una H-E

Una buena preparación permite reconocer contorno, arquitectura y detalle nuclear sin que un componente oculte al otro. Los núcleos muestran cromatina y nucléolos cuando existen; el citoplasma conserva variación; colágeno, músculo, eritrocitos y mucinas mantienen contrastes interpretables; el fondo no contiene precipitado ni coloración sucia. “Más oscuro” no significa “mejor”. La hematoxilina excesiva borra detalle y neutraliza eosina; una eosina intensa puede enmascarar citoplasma; una preparación pálida reduce discriminación.

La calidad se evalúa con un control de tejido apropiado o con una sección del lote cuya morfología conocida contenga los elementos necesarios. Se documentan reactivos, lotes, preparación, cambio, filtrado, tiempos, equipo e incidencia. Los programas externos como CAP HistoQIP y UK NEQAS Cellular Pathology Technique permiten comparar resultados y detectar deriva, pero no sustituyen el control interno de cada tanda.

8.3. Fallos de tinción y montaje

Áreas claras irregulares pueden deberse a desparafinado incompleto, agua en el aclarador o mal contacto del reactivo. Núcleos rojos o débiles orientan a azulado insuficiente, pH, diferenciación excesiva o hematoxilina agotada. Una eosina gris y pobre puede reflejar pH alto, contaminación con agua o diferenciación alcohólica prolongada. El precipitado se relaciona con hematoxilina no filtrada, oxidación, evaporación o contaminación. Si el defecto afecta a toda la tanda, se revisa el proceso común; si coincide con un solo bloque, se investiga fijación, procesamiento o espesor.

El agua residual antes del medio de montaje produce nubosidad; un aclaramiento insuficiente deja aspecto lechoso; las burbujas y el exceso o defecto de medio impiden el examen y el escaneado. El cubreobjetos debe cubrir la sección, quedar limpio y estable. Re-teñir puede resolver una etapa de H-E, pero no corrige necrosis, autólisis, mala infiltración ni pérdida de tejido. Antes de repetir se conserva una preparación diagnóstica si existe y se valora el consumo de una biopsia pequeña.

9. ESTUDIO ÓPTICO Y USO CORRECTO DEL MICROSCOPIO

9.1. Del preparado a una imagen resoluble

El microscopio óptico de campo claro combina iluminación, condensador, preparado, objetivo y ocular para formar una imagen. El aumento total es el producto del aumento del objetivo por el del ocular, pero aumento no equivale a resolución. La apertura numérica (AN) expresa la capacidad del objetivo para captar rayos difractados; de forma aproximada, el límite lateral de resolución puede expresarse como d ≈ 0,61 λ/AN, donde λ es la longitud de onda. Esta relación, recogida en los recursos docentes de Nikon MicroscopyU consultados en 2026, explica por qué ampliar una imagen sin aumentar información produce “aumento vacío”.

Los objetivos llevan inscritos aumento, apertura numérica, medio de inmersión y condiciones ópticas. Un objetivo seco no se utiliza con aceite; uno de inmersión necesita el aceite indicado y limpieza inmediata según el fabricante. El cubreobjetos y el medio de montaje deben ser compatibles con la corrección del objetivo. Polvo, aceite seco, huellas, burbujas, grosor irregular y un porta invertido degradan la imagen antes de que exista un problema del microscopio.

9.2. Iluminación de Köhler

La iluminación de Köhler proporciona un campo uniforme y controla de manera independiente el área iluminada y el cono de luz. La secuencia práctica es: enfocar el preparado con un objetivo bajo; cerrar el diafragma de campo; enfocar sus bordes elevando o descendiendo el condensador; centrar la imagen del diafragma con los tornillos del condensador; abrir el diafragma de campo hasta que quede justo fuera del campo; y ajustar el diafragma de apertura del condensador para equilibrar resolución, contraste y profundidad de campo. Es el procedimiento descrito por Evident/Olympus en su guía de seis pasos consultada en 2026.

El diafragma de campo limita el área iluminada y reduce luz parásita. El diafragma de apertura ajusta la apertura efectiva: cerrarlo demasiado aumenta contraste aparente y profundidad, pero pierde resolución e introduce difracción; abrirlo en exceso reduce contraste. No es un control de brillo; el brillo se regula con la fuente. Al cambiar de objetivo se revisan iluminación y foco, especialmente si el análisis exige detalle fino o fotografía reproducible.

9.3. Método de examen

La lectura comienza a bajo aumento para valorar integridad, orientación, arquitectura, distribución de lesión, márgenes y calidad técnica. Después se avanza a aumentos intermedios para relaciones tisulares y a alto aumento para citología, mitosis, microorganismos o detalles dirigidos. Empezar con el objetivo máximo favorece sesgo de selección y pérdida del contexto; permanecer siempre a bajo aumento impide caracterización celular. Un recorrido sistemático evita zonas omitidas, sobre todo en múltiples fragmentos o márgenes.

Antes de interpretar se verifica que el porta corresponde al caso y bloque, que hay tejido esperado, que el control es válido cuando procede y que los artefactos no invalidan la pregunta. Las discordancias con macroscopia, imagen, clínica o otros bloques se investigan. El microscopio se mantiene con plan de limpieza, control mecánico y óptico, y registro de incidencias. La ergonomía importa: altura de ocular, silla, apoyo de antebrazos, posición neutra y pausas reducen fatiga que también deteriora la atención.

10. FOTOGRAFÍA MACROSCÓPICA Y MICROSCÓPICA

10.1. Fotografía macroscópica

La fotografía de una pieza puede documentar orientación, relaciones antes de cortar, márgenes entintados, heterogeneidad, correlación radiológica, reconstrucción y mapa de bloques. Para que sea útil debe estar vinculada al caso, mostrar una escala en el mismo plano, incluir orientación cuando sea relevante y utilizar fondo y luz que no distorsionen color ni contorno. La cámara se coloca perpendicular cuando se pretenden medir superficies; la perspectiva oblicua puede ser ilustrativa, pero no sirve para una medida directa sin calibración.

Se obtiene una vista general y, después, detalles. La pieza se fotografía antes de maniobras irreversibles cuando su configuración importa, y tras seccionarla si debe documentarse la lesión interna. Las etiquetas visibles se limitan a identificadores autorizados; no se usan teléfonos personales ni repositorios ajenos al sistema institucional. La escala, flecha o rótulo no deben ocultar tejido. En imágenes destinadas a docencia se aplica anonimización y la base legal correspondiente, sin confundir anonimización con borrar un nombre de la esquina.

Un mapa fotográfico de bloques debe poder reconciliarse con la clave textual. Si una línea A1-A4 marca cortes secuenciales, su dirección y cara se especifican. La fotografía no sustituye descripción, medición ni muestreo: solo preserva aquello que realmente muestra. Una lesión fuera de foco, sin escala o fotografiada después de fragmentarla no recupera la anatomía original.

10.2. Fotomicrografía

La fotomicrografía requiere primero una buena preparación y un microscopio correctamente alineado. Se elige un campo representativo, se ajusta Köhler, se limpia la ruta óptica, se evita saturación y se conserva balance de blancos coherente. El aumento del objetivo, la apertura numérica y el tamaño del sensor determinan muestreo; indicar solo “×400” puede ser ambiguo si se desconoce la captura o visualización. Para medir se usa calibración trazable por objetivo y una barra de escala generada a partir de esa calibración, no una barra dibujada de memoria.

La imagen original se preserva. Los ajustes globales de brillo, contraste, color o nitidez deben ser reproducibles y no pueden crear, borrar ni ocultar rasgos. Recortar se permite si no altera el significado y se conserva el original; eliminar un contaminante con clonación no es una corrección técnica, sino falsificación del contenido. En comparaciones, controles y casos se capturan bajo condiciones equivalentes. Formato, compresión, perfil de color y metadatos se eligen según asistencia, publicación o archivo.

11. PUNTOS DE CONTROL Y SISTEMA DE CALIDAD

11.1. Controlar transiciones, no solo productos

La ISO 15189:2022 exige gestionar procesos, riesgos, equipos, reactivos, competencia, documentos, información, no conformidades y mejora. En histopatología el control más potente se sitúa en cada transición irreversible. Una revisión final puede detectar una H-E mala, pero llega tarde para una pieza mal identificada o un margen no muestreado. Cada punto define criterio de aceptación, responsable, registro, barrera y conducta de parada.

11.2. Indicadores, controles y no conformidades

Los indicadores deben responder a un riesgo: discrepancias de identidad, recipientes con fuga, tiempo de isquemia/fijación cuando es relevante, casetes repetidos o ausentes, ciclos fallidos, recortes, preparaciones repetidas, contaminantes, discrepancias intraoperatorias, incidencias de informe y tiempos de respuesta estratificados. Un promedio global puede ocultar una cola peligrosa; acelerar sin medir repetición puede premiar mala calidad. Se define numerador, denominador, exclusiones, fuente, frecuencia, umbral y responsable.

El control interno demuestra que el proceso funcionó hoy; la evaluación externa compara el desempeño y ayuda a detectar sesgo. La validación demuestra antes de usar que un método sirve para el propósito; la verificación confirma que el laboratorio alcanza prestaciones declaradas. Equipos, software, reactivos y cambios de protocolo se evalúan proporcionalmente al impacto. La competencia incluye observación directa, revisión de registros, resolución de problemas y seguridad, no solo asistencia a un curso.

Ante una no conformidad se contiene el riesgo, identifica material afectado, informa a quien corresponda, preserva evidencia y analiza causa. La acción correctiva elimina una causa sistémica; repetir una tinción es corrección inmediata. Se valora si existen otros casos afectados y si debe modificarse un resultado ya emitido. La cultura de seguridad permite parar la línea ante identidad dudosa, reactivo inválido, equipo fuera de control o exposición peligrosa.

12. ARTEFACTOS Y RESOLUCIÓN DE PROBLEMAS

Un artefacto es una alteración introducida antes o durante la técnica que puede simular, ocultar o deformar un hallazgo. Se reconoce por su morfología, distribución y relación con otros bloques o controles. La primera pregunta no es “¿cómo lo tiño otra vez?”, sino “¿en qué etapa pudo originarse y qué material conserva la información?”.

La distribución temporal ayuda a delimitar. Si todas las H-E posteriores a un cambio muestran eosina pálida, se revisa lote, pH y arrastre. Si solo un procesador o una retorta presenta bloques blandos, se revisa ese circuito. Si aparece un fragmento de próstata en una biopsia gástrica, la discordancia morfológica exige investigar casos procesados cerca, no asumir metaplasia. La trazabilidad del lote, la secuencia de corte y los bloques originales permiten reconstruir.

13. BIOSEGURIDAD BIOLÓGICA, QUÍMICA Y FÍSICA

13.1. Evaluación de riesgo por actividad

La cuarta edición del Laboratory Biosafety Manual de la OMS (2020) sustituye reglas rígidas basadas solo en el agente por un enfoque de riesgo: se identifican peligros, tareas, vías de exposición, probabilidad y consecuencias; después se eligen controles proporcionales y se revisan cuando cambia el proceso. En Anatomía Patológica una muestra puede contener agentes biológicos aunque esté destinada a histología, y el fijador añade exposición química. Abrir un recipiente, tallar tejido fresco, serrar hueso, congelar, cortar y limpiar no generan el mismo riesgo.

Las precauciones estándar se aplican a todas las muestras. Incluyen higiene de manos, ropa y guantes adecuados a la tarea, protección ocular/facial cuando haya salpicaduras, gestión segura de punzocortantes, limpieza/desinfección y respuesta a exposiciones. El guante no reemplaza la higiene de manos: puede tener microperforaciones, contaminarse al retirarlo y transferir material a superficies. Se cambia entre tareas y nunca se usa para tocar teléfono, teclado o tiradores limpios.

13.2. Jerarquía de controles

La prevención prioriza eliminación o sustitución cuando es posible, seguida de ingeniería, medidas organizativas y EPI. En formaldehído esto significa reducir recipientes abiertos y trasvases, usar sistemas cerrados, estación de tallado con extracción localizada, tapas y contención; después limitar tiempo, formar, señalizar, mantener y vigilar; por último, seleccionar guantes, gafas, pantalla o protección respiratoria conforme a evaluación. Una mascarilla quirúrgica no protege frente a vapor de formaldehído. La protección respiratoria, si procede, requiere programa, filtro adecuado, ajuste y mantenimiento.

La ficha BASEQUIM del INSST para tallado, actualizada en 2018, recomienda extracción localizada integrada en la mesa, recipientes cerrados, reducción de emisiones, mantenimiento y verificación de eficacia. El INSST, LEP 2026, establece para formaldehído un VLA-ED de 0,3 ppm (0,37 mg/m³) y un VLA-EC de 0,6 ppm (0,74 mg/m³); lo clasifica como carcinógeno 1B y sensibilizante. Son límites ambientales profesionales, no concentraciones del fijador ni umbrales que autoricen descuidar la minimización.

El Real Decreto 665/1997, modificado entre otras normas por el Real Decreto 612/2024, obliga a evitar o reducir al mínimo la exposición a cancerígenos, priorizar sustitución y sistemas cerrados cuando sean técnicamente posibles, y controlar la exposición. El Real Decreto 374/2001 regula los riesgos por agentes químicos. La evaluación debe contemplar formaldehído, xileno o sustitutos, alcoholes, colorantes, oxidantes, ácidos/bases, mercurio, ácido pícrico y gases/refrigerantes según inventario y ficha de datos de seguridad.

Principio preventivo aplicable: la existencia de un valor límite no convierte en aceptable una exposición evitable a un cancerígeno. La estrategia es sustituir cuando sea posible y, si no, trabajar en sistema cerrado o reducir la exposición al nivel técnicamente más bajo, conforme al Real Decreto 665/1997 consolidado y a la evaluación del puesto.

13.3. Riesgos específicos y emergencias

• Tallado: extracción localizada activa, recipientes cerrados, pantalla ocular ante salpicadura, cuchillos dirigidos fuera del cuerpo y mesa despejada.
• Microtomo: bloqueo de volante, protector de filo, herramienta para hoja y contenedor punzocortante al alcance.
• Criostato: riesgo biológico y cortante; limpieza sin aerosol, desinfección compatible y circuito especial para agentes resistentes.
• Procesador/teñidor: vapores inflamables o tóxicos, derrames, calor y movimiento; ventilación, cierre, puesta a tierra y mantenimiento según fabricante.
• Descalcificación: ácidos/bases corrosivos; preparación en extracción, protección ocular/facial y segregación química.
• Fotografía y óptica: electricidad, posturas mantenidas y luz intensa; equipos mantenidos y ergonomía.

El plan de derrames distingue volumen, sustancia, ventilación y personal entrenado. Se alerta, delimita, retiran personas no esenciales, consulta la ficha, usa el kit compatible y gestiona el absorbente como residuo peligroso; no se neutraliza de forma improvisada. Las duchas y lavaojos deben ser accesibles. Una exposición ocular exige irrigación inmediata y asistencia conforme al protocolo; un corte o inoculación se lava, notifica y evalúa sin ocultarlo.

El Real Decreto 664/1997 exige evaluación y medidas frente a agentes biológicos. La fijación reduce infectividad de muchos agentes, pero su eficacia depende de penetración, tiempo y organismo. Los priones requieren circuito excepcional: la formalina sola no garantiza inactivación y el ácido fórmico reduce infectividad sin asegurar esterilidad absoluta. Las recomendaciones de neuropatología del RCPath (5.ª ed., 2023) y la evidencia disponible en 2026 exigen coordinar antes de cortar, limitar material/equipos y aplicar descontaminación específica.

14. SEGREGACIÓN DE RESIDUOS Y SÍNTESIS APLICADA

14.1. Segregar donde se genera

La segregación se hace en el punto de producción, antes de mezclar. Se identifica el residuo por composición y peligro, se deposita en un envase homologado compatible, se cierra, etiqueta y transporta por el circuito interno hasta almacenamiento. No se vierten formalina, xileno, alcoholes, colorantes o soluciones de metales al desagüe salvo autorización expresa basada en normativa y caracterización; la regla práctica del laboratorio es gestionarlos como las corrientes peligrosas definidas en su procedimiento.

La Ley 7/2022, artículo 21, prohíbe mezclar o diluir residuos peligrosos con otras categorías o sustancias; exige envasado y etiquetado claro y limita con carácter general su almacenamiento en el lugar de producción a seis meses, salvo autorización. Los envases líquidos se mantienen cerrados, sobre contención secundaria y lejos de incompatibles. El gestor y el transporte quedan documentados.

Los colores de los recipientes no deben memorizarse como universales. Dependen de la normativa autonómica, contrato de gestión y procedimiento del centro. Un procedimiento SAS de control de residuos de 2021 clasifica localmente los restos anatómicos conservados en formalina simultáneamente como grupo III.a y III.b y determina su envase; otros centros pueden usar configuraciones contractuales distintas. Lo estable es reconocer el doble peligro biológico/químico, no trasvasar para forzar una categoría y seguir la instrucción vigente del centro.

En Andalucía, el Decreto 73/2012 constituye el marco reglamentario autonómico de residuos y derogó el antiguo Decreto 283/1995. Los procedimientos asistenciales y contratos desarrollan la operativa local. Por ello, en una respuesta de oposición conviene citar Ley 7/2022 y normativa andaluza vigente, y reservar el color concreto para el procedimiento aportado en el supuesto.

14.2. Caso integrado: pieza de colectomía

1. Planificación: petición completa, orientación y comunicación de isquemia/estudios especiales.
2. Transporte: recipiente estanco con suficiente formalina tamponada o entrega fresca inmediata por circuito acordado para apertura controlada.
3. Recepción: dos identificadores, parte anatómica, integridad, fijador y tiempos; registrar discrepancias.
4. Fijación: abrir de forma planificada sin destruir tumor, serosa ni márgenes; permitir penetración.
5. Macroscopia: orientar, medir colon y tumor, valorar relación con serosa y márgenes, buscar ganglios y documentar áreas relevantes.
6. Muestreo: tumor con máxima profundidad, interfaces, márgenes según método, mucosa no tumoral, lesiones asociadas y ganglios; clave inequívoca.
7. Procesamiento: fragmentos uniformes, programa validado, reactivos capaces y control de ciclo.
8. Inclusión/corte: orientar interfaces y ganglios, conciliar bloque-porta, obtener H-E limpia.
9. Óptica: revisar primero arquitectura y distribución; después invasión, ganglios y detalles.
10. Cierre: reconciliar material, reservar bloque útil para biomarcadores, archivar y gestionar residuos químicos/biológicos.

14.3. Diez trampas de examen

1. Formalina al 10% equivale aproximadamente a formaldehído al 4%; no son concentraciones intercambiables.
2. La penetración del fijador no equivale a fijación química completa.
3. El glutaraldehído se asocia a microscopía electrónica, no a rutina FFPE de toda la pieza.
4. Deshidratar precede a aclarar; el agua residual compromete la parafina.
5. Orientar en el molde decide la primera relación que encontrará la cuchilla.
6. El diafragma de apertura no es el mando de brillo.
7. Un margen en face y uno perpendicular responden preguntas distintas.
8. Una fotografía no sustituye descripción, escala ni clave de bloques.
9. El EPI es la última barrera de la jerarquía, no el primer control del formaldehído.
10. Los colores de residuos dependen del circuito vigente; no se universalizan.

15. REFERENCIAS Y VIGENCIA DE FUENTES

15.1. Histotecnología, calidad y patología quirúrgica

1. Suvarna SK, Layton C, Bancroft JD, eds. Bancroft’s Theory and Practice of Histological Techniques. 8.ª ed. Elsevier; 2018.
2. Carson FL, Cappellano CH. Histotechnology: A Self-Instructional Text. 5.ª ed. ASCP Press; 2020.
3. ISO. ISO 15189:2022. Medical laboratories — Requirements for quality and competence.
4. College of American Pathologists. Current CAP Guidelines. Consulta agosto de 2026.
5. Brown RW, et al. Uniform labeling of blocks and slides in surgical pathology. Arch Pathol Lab Med. 2015;139:1515-1524.
6. College of American Pathologists. Cancer Protocol Templates. Versiones organoespecíficas vigentes.
7. College of American Pathologists. Protocol for the Examination of Biopsy Specimens From Patients With Soft Tissue Tumors. Versión 4.2.0.0; 2023.
8. Allison KH, et al. Estrogen and progesterone receptor testing in breast cancer: ASCO/CAP guideline update. 2020.
9. College of American Pathologists. HistoQIP and histology laboratory resources. Consulta agosto de 2026.
10. UK NEQAS CPT. Specialist Techniques Scheme. Evaluación externa de H-E y técnicas; consulta agosto de 2026.

15.2. Transporte, bioseguridad y exposición química

11. World Health Organization. Laboratory Biosafety Manual. 4.ª ed.; 2020.
12. World Health Organization. Risk Assessment. Monografía asociada al manual; 2020.
13. World Health Organization. Guidance on regulations for the transport of infectious substances 2021-2022.
14. UNECE. ADR 2025 files, incluidos P650 y requisitos para UN 3373.
15. INSST. Tallado de muestras en Anatomía Patológica: exposición a formaldehído. BASEQUIM 010A; actualización 2018.
16. INSST. Límites de Exposición Profesional para Agentes Químicos en España 2026.
17. España. Real Decreto 664/1997, sobre agentes biológicos. Texto consolidado.
18. España. Real Decreto 665/1997, sobre agentes cancerígenos, mutágenos o reprotóxicos. Texto consolidado, incluida modificación por RD 612/2024.
19. España. Real Decreto 374/2001, sobre agentes químicos. Texto consolidado.
20. Royal College of Pathologists. Dataset for the histopathological reporting of non-neoplastic neuropathology. 5.ª ed.; 2023. Circuitos para sospecha de enfermedad priónica.

15.3. Residuos, óptica y fuentes de examen

21. España. Ley 7/2022, de residuos y suelos contaminados para una economía circular. Texto consolidado.
22. Junta de Andalucía. Decreto 73/2012, Reglamento de Residuos de Andalucía.
23. Servicio Andaluz de Salud. Procedimiento de control de residuos. 2021; ejemplo de desarrollo local sujeto a adaptación del centro.
24. Evident/Olympus. How to align Köhler illumination in six steps. Consulta agosto de 2026.
25. Nikon MicroscopyU. Optical system and detector requirements. Fundamentos de apertura y resolución; consulta agosto de 2026.
26. Servicio Andaluz de Salud. Examen FEA Anatomía Patológica, turno libre 2018: pregunta 17. Fuente oficial aportada al proyecto; anuladas excluidas.
27. Servicio Andaluz de Salud. Examen FEA Anatomía Patológica, turno libre 2021: pregunta 21. Fuente oficial aportada al proyecto; anuladas excluidas.
28. Servicio Andaluz de Salud. Examen FEA Anatomía Patológica, extraordinaria 2022: pregunta 4. Fuente oficial aportada al proyecto.
29. Servicio Andaluz de Salud. Examen FEA Anatomía Patológica, turno libre 2025: preguntas 19 y 23. Preguntas 18 y 20 anuladas y no utilizadas.

15.4. Vigencia de fuentes

Palabras clave

Histopatología · fase preanalítica · trazabilidad · dos identificadores · formalina neutra tamponada · isquemia fría · glutaraldehído · fijación · tallado · macroscopia · muestreo · casete · margen radial · margen en face · descalcificación · EDTA · deshidratación · aclaramiento · xileno · infiltración · parafina · inclusión · orientación · microtomía · criostato · chatter · compresión · flotante · hematoxilina-eosina · azulado · montaje · apertura numérica · resolución · Köhler · fotomicrografía · escala · control de calidad · ISO 15189 · bioseguridad · higiene de manos · formaldehído · VLA-ED · extracción localizada · UN 3373 · P650 · segregación · residuo peligroso · Ley 7/2022.