1. INTRODUCCIÓN: LA MUESTRA CITOLÓGICA COMO RECURSO FINITO

La citopatología estudia células aisladas o dispuestas en grupos, obtenidas por descamación espontánea, raspado, cepillado, lavado, punción o aspiración. Su potencia reside en conseguir información morfológica y molecular con una intervención mínima; su vulnerabilidad, en que el material suele ser escaso, heterogéneo e irrepetible. Una biopsia pequeña puede conservar arquitectura, permitir recortes sucesivos y ofrecer varios bloques. Una punción, en cambio, puede agotarse en cuatro extensiones mal hechas o quedar inutilizada si todo el contenido se fija antes de separar una alícuota destinada a citometría, microbiología o biología molecular.

Por eso, el núcleo del tema no es aprender una lista de tinciones. Es dominar un circuito de decisiones: qué muestra llega, qué pregunta clínica debe responderse, qué fracciones hay que reservar, cómo se preserva la morfología, qué preparación permite cada técnica complementaria y dónde se controla la calidad. La calidad citológica se construye antes de mirar por el microscopio. El mejor sistema de reporte no corrige una identificación dudosa; la inmunocitoquímica no recupera células barridas del porta; y una fotografía espectacular no convierte un campo seleccionado en representación fiel de todo el caso.

La citología diagnóstica comprende dos grandes territorios. La citología exfoliativa analiza células desprendidas espontáneamente o recogidas de una superficie o cavidad: orina, esputo, lavado broncoalveolar, derrames, líquido cefalorraquídeo, cepillados y citología cervicovaginal. La citología por punción obtiene material mediante punción aspiración con aguja fina (PAAF), capilaridad o impronta de una lesión. La división es útil, pero no rígida: un procedimiento endoscópico puede producir a la vez extensiones directas, lavado de aguja, fragmentos para citobloque y un pequeño cilindro histológico. Todo forma un único episodio de muestreo y debe planificarse como tal.

La idea operativa que debes llevar al examen es esta: no existe un procesamiento universal óptimo para toda citología. El método depende de la matriz, la celularidad, la estabilidad de las células, la sospecha clínica y las pruebas previstas. La guía CAP de manejo de biopsias pequeñas y muestras citológicas torácicas, publicada en 2020 y reafirmada en febrero de 2026, admite extensiones, citobloques y citología en medio líquido para estudios complementarios siempre que el laboratorio haya validado el uso concreto; precisamente evita imponer un único método porque la evidencia y la práctica son variables ⁸. La respuesta correcta no es “todo a formol” ni “todo a citobloque”, sino triaje prospectivo y protocolo validado.

2. TIPOS DE MUESTRA Y MÉTODOS DE OBTENCIÓN

2.1. Citología exfoliativa espontánea

En la exfoliación espontánea las células alcanzan un líquido o conducto sin abrasión directa. Son ejemplos la orina, el esputo, los derrames pleural, peritoneal y pericárdico, el líquido cefalorraquídeo y otras colecciones. Su ventaja es la baja invasividad; su limitación, que la población recuperada está condicionada por la capacidad de descamación, el tránsito por el medio y el tiempo hasta la fijación. Una lesión puede estar presente y no exfoliar, o exfoliar solo células degeneradas. Por ello, un resultado negativo nunca se interpreta fuera de la adecuación y del contexto clínico-radiológico.

El aspecto macroscópico forma parte de la preanalítica. Deben registrarse volumen recibido, color, turbidez, coágulos, material mucoide y cualquier incidencia del recipiente. El volumen por sí solo no garantiza celularidad: un derrame abundante puede ser pauci-celular y una pequeña alícuota puede contener un coágulo tumoral. La guía CAP 2020 para derrame pleural recomienda enviar tanto líquido como razonablemente pueda obtenerse y no fija un volumen mínimo universal, porque el rendimiento depende de variables clínicas y técnicas ⁸. Esto es una buena defensa contra las cifras memorizadas sin fuente.

2.2. Citología exfoliativa inducida

El raspado y el cepillado desprenden células de una superficie o conducto. En cérvix, la toma debe muestrear la zona de transformación conforme al dispositivo y al programa; en árbol respiratorio, vía biliar o tracto gastrointestinal, el cepillado recupera células de una lesión accesible endoscópicamente. El lavado arrastra material de una cavidad o segmento: bronquial, broncoalveolar, vesical o peritoneal. Cada técnica produce un fondo distinto. El cepillado suele dar grupos cohesivos y daño mecánico; el lavado aporta células dispersas, macrófagos y elementos del compartimento explorado; el raspado puede generar extensiones densas si se presiona en exceso.

La impronta se obtiene apoyando suavemente una superficie de corte o fragmento sobre el porta. Es rápida y conserva células superficiales, pero puede producir aplastamiento y no sustituye al procesamiento histológico. El scrape o raspado de una superficie de corte ofrece más células, a costa de mayor distorsión. Ambas técnicas son valiosas para orientación rápida y para obtener material de una muestra que debe continuar intacta hacia histología, siempre que no comprometan sus márgenes ni su representatividad.

2.3. PAAF y técnicas guiadas

En la PAAF, el objetivo no es llenar la jeringa: es movilizar células de la lesión hacia la luz de la aguja con el menor trauma posible. Puede emplearse aspiración con presión negativa o técnica capilar sin aspiración. La elección depende de la vascularización, consistencia, localización y experiencia. Una lesión muy vascular puede sangrar con aspiración intensa; una lesión fibrosa puede requerir varios trayectos dirigidos y coordinación con la imagen. La aguja se desplaza dentro de la lesión con movimientos cortos y controlados; antes de retirarla se libera la presión negativa para no aspirar el material al cuerpo de la jeringa.

El número de pases y el calibre no deben convertirse en dogmas universales. La guía CAP torácica 2020 revisa estas variables, pero el resultado depende del procedimiento, del operador, del tipo de lesión, de la existencia de ROSE y de los requerimientos complementarios ⁸. El criterio práctico es alcanzar adecuación diagnóstica y reservar material suficiente sin aumentar innecesariamente riesgo, sangrado o neumotórax. Cuando hay ROSE, cada pase puede reconducirse; cuando no la hay, la distribución preestablecida cobra todavía más importancia.

3. FASE PREANALÍTICA: IDENTIFICACIÓN, RECEPCIÓN Y TRIAJE

La fase preanalítica comienza antes de la toma, con la indicación, la identificación del paciente y las instrucciones al profesional que obtiene la muestra. Incluye solicitud, preparación del paciente, elección de recipiente y fijador, etiquetado, hora de obtención, transporte, recepción, aceptación o rechazo y distribución. En citología, esta fase concentra errores difíciles de detectar al microscopio: una muestra puede ser excelente y pertenecer a otro paciente; estar bien teñida y provenir de una localización distinta; o ser morfológicamente diagnóstica pero no conservar nada para el biomarcador que condiciona el tratamiento.

3.1. Datos mínimos y concordancia

La muestra y la solicitud deben vincularse mediante identificadores inequívocos. El laboratorio verifica concordancia entre recipiente, portaobjetos, vial, petición electrónica y procedimiento. Además de la identidad, son esenciales la localización anatómica y lateralidad, método de obtención, fecha y hora, fijador o medio, profesional remitente y datos clínico-radiológicos relevantes. En un derrame conviene conocer antecedentes oncológicos y procedimiento; en una PAAF tiroidea, localización y características ecográficas; en citología cervical, edad, antecedentes y razón del estudio. La falta de información no se “rellena” por suposición: se resuelve y documenta.

Los portaobjetos se identifican en una zona resistente a alcoholes y colorantes antes de depositar la muestra. Etiquetar después favorece el intercambio. El código de barras mejora trazabilidad, pero no reemplaza la comprobación humana en los puntos críticos. Cuando el material se reparte en varios soportes, todos deben conservar una relación explícita con el episodio: extensión 1 húmeda, extensión 2 seca, vial, tubo para citometría, recipiente estéril y citobloque no son casos independientes.

3.2. Criterios de aceptación, rechazo y aceptación condicionada

Los criterios deben estar escritos, difundidos y aplicarse con proporcionalidad al riesgo clínico. Son incidencias mayores la ausencia o discordancia de identificación, el recipiente roto o con fuga, la localización no verificable y un medio incompatible con la prueba solicitada. Sin embargo, una muestra irrepetible no se destruye automáticamente. Se contiene, se preserva, se contacta con el responsable, se evalúa si existe un procedimiento de identificación excepcional y se documenta quién autoriza el procesamiento y qué limitación llegará al informe. La seguridad del paciente exige tanto evitar atribuciones erróneas como no perder sin análisis un material único.

3.3. Triaje anticipado

El triaje traduce la pregunta clínica en fracciones técnicas. Antes de abrir, agitar o centrifugar hay que decidir qué parte se destina a morfología, citobloque, inmunocitoquímica, citometría, microbiología o análisis molecular. En material muy escaso, la decisión corresponde al facultativo o a un algoritmo aprobado. La información del procedimiento debe acompañar a la muestra: una lesión sospechosa de linfoma, una masa pancreática o un nódulo pulmonar en estadio avanzado no se procesan con el mismo reparto.

La trazabilidad debe registrar quién hizo la alícuota, qué volumen o fracción se trasladó, a qué recipiente, con qué hora y destino. Esto permite reconstruir un fallo. Si la citometría no fue interpretable, se sabrá si recibió material, si estaba fijado o si hubo demora. Si el citobloque carece de tumor, podrá compararse con las extensiones y con el orden de pases. ISO 15189:2022, cuarta edición, exige un sistema de calidad y competencia aplicable a las fases del proceso, y la SEAP-IAP recomendó en 2024 la acreditación de Anatomía Patológica y la participación en intercomparación externa ²³.

4. EXTENSIONES DIRECTAS, FIJACIÓN Y ARTEFACTOS

4.1. Principio de una buena extensión

La extensión debe crear una capa celular que permita ver detalle nuclear sin destruir la arquitectura grupal útil. Al expulsar el material de una PAAF, una pequeña gota se deposita cerca del extremo del porta. Un segundo porta puede distribuirla por deslizamiento suave. El ángulo, la velocidad y la presión se adaptan a la viscosidad. El moco y los microfragmentos no se tratan como sangre periférica: una maniobra demasiado rápida los deja en un extremo; la presión excesiva produce estiramiento, núcleos desnudos y artefacto de aplastamiento.

Si el material empieza a coagular, hay que actuar rápido y conservar los fragmentos. El coágulo puede ser la porción más celular y debe recuperarse para citobloque. No se raspa agresivamente la aguja ni se realizan maniobras que expongan al operador. Tras preparar las extensiones planificadas, el lavado de aguja en un medio validado recupera material residual. La elección entre extensión convencional y concentración en líquido no debe vaciar el único espécimen antes de observar su rendimiento.

4.2. Fijación húmeda

La fijación húmeda se inicia inmediatamente, antes de que el agua se evapore y colapse la cromatina. Es el soporte clásico de la tinción de Papanicolaou, que proporciona transparencia citoplasmática y definición nuclear. Se utiliza alcohol o un fijador alcohólico validado. La palabra clave es inmediata: incluso un secado parcial puede producir aumento nuclear aparente, cromatina borrosa, pérdida de detalle y coloración irregular. Los aerosoles fijadores pueden ser útiles si el procedimiento del laboratorio los contempla, pero requieren distancia, cobertura y tiempo estandarizados, y luego eliminación adecuada del recubrimiento.

4.3. Secado al aire

Las preparaciones destinadas a tinciones del grupo Romanowsky —por ejemplo, May-Grünwald-Giemsa o variantes rápidas— se secan al aire de forma completa y uniforme. Conservan bien material metacromático, matriz, gránulos y características citoplasmáticas; ofrecen un fondo diferente al Papanicolaou y son especialmente útiles en PAAF. Intentar “rescatar” un porta parcialmente secado mediante alcohol produce una preparación híbrida con artefactos. Por eso se decide el destino del porta en el momento de hacerlo, no minutos después.

4.4. Artefactos y su lectura causal

Los artefactos se interpretan remontando al paso que los originó. El secado afecta al detalle nuclear; el aplastamiento estira células y crea material cromatínico; una extensión demasiado gruesa impide tinción y enfoque uniformes; la contaminación cruzada introduce células ajenas; una tinción precipitada simula microorganismos o gránulos; el lubricante y el gel ecográfico pueden generar fondos extraños. La sangre no solo oculta: también consume superficie y reactivos. El fijador inadecuado puede preservar morfología y, sin embargo, inutilizar una diana molecular o inmunológica.

Las extensiones deben manipularse con pinzas limpias, cubetas mantenidas y cambios de reactivo controlados. Los baños compartidos son puntos de arrastre. En citología, unas pocas células malignas desprendidas de una preparación muy positiva pueden convertir el siguiente caso en un falso positivo. La prevención combina orden de trabajo, filtración o recambio, limpieza, identificación de portadores y revisión de la distribución: una célula aislada discordante con el fondo debe hacer pensar en contaminación antes que en una metástasis insólita.

5. PROCESAMIENTO DE LÍQUIDOS Y CONCENTRACIÓN CELULAR

Los líquidos citológicos varían desde mililitros transparentes y paucicelulares hasta derrames hemáticos, viscosos o con coágulos. Antes de procesar se homogeneiza con prudencia, se observa el aspecto y se recuperan fragmentos. La concentración busca aumentar células por unidad de superficie sin seleccionar de manera sesgada ni destruir poblaciones frágiles. Las opciones habituales son centrifugación convencional, citocentrifugación, filtración y sistemas de citología en medio líquido. Ninguna es universalmente superior: el laboratorio selecciona y valida según matriz y finalidad.

5.1. Centrifugación convencional

La centrifugación produce un sedimento del que pueden hacerse extensiones y citobloque. Las variables relevantes son fuerza centrífuga relativa, tiempo, temperatura, geometría del rotor, viscosidad y fragilidad celular. No debes memorizar una única combinación de revoluciones y minutos: las rpm no son equivalentes entre rotores y un protocolo debe expresarse y validarse con variables reproducibles. Tras centrifugar, se retira sobrenadante sin perder el botón celular, se resuspende de forma controlada y se distribuye. Si existe coágulo o fragmento, se procesa separadamente o se incorpora al citobloque.

El sobrenadante puede conservar analitos o material molecular y no siempre debe desecharse antes de decidir. La muestra se considera finita hasta cerrar el triaje. Cuando se requiere microbiología, la fracción se separa antes de añadir fijadores. Cuando se sospecha proceso hematolinfoide, la viabilidad condiciona la citometría. Cuando el objetivo es morfología, la demora favorece autólisis y proliferación microbiana. El protocolo debe resolver estas tensiones con prioridades clínicas claras.

5.2. Citocentrifugación

La citocentrífuga deposita células en un área delimitada del porta mediante fuerza centrífuga y absorción del líquido. Es útil en muestras de baja celularidad, porque concentra el material y reduce el área de cribado. Puede, sin embargo, distorsionar células, distribuir diferencialmente poblaciones o perder elementos en el material absorbente. El número de cámaras, volumen cargado, concentración, velocidad y tiempo son parámetros validados por laboratorio, no recetas intercambiables.

Desde la perspectiva de bioseguridad, cargar recipientes abiertos, centrifugar una fuga y abrir el rotor son operaciones con potencial de aerosol. Se emplean dispositivos íntegros, tapas, rotores o cubetas de seguridad cuando proceda; la apertura de un conjunto con sospecha de rotura se hace en cabina de seguridad biológica conforme a la evaluación de riesgo. La desinfección debe ser compatible con el equipo y eficaz frente al peligro identificado.

5.3. Matrices concretas

La evaluación de adecuación debe ser específica de la matriz y del objetivo. No se exige el mismo número de células a un líquido cefalorraquídeo que a una citología cervical de cribado. Tampoco se declara “insuficiente” una muestra solo por ser escasa si contiene un hallazgo diagnóstico inequívoco. A la inversa, abundancia celular no equivale a representatividad de la lesión. El informe debe distinguir ausencia de células diagnósticas, muestra no representativa e imposibilidad técnica, porque tienen consecuencias clínicas diferentes.

6. CITOLOGÍA EN MEDIO LÍQUIDO

La citología en medio líquido transfiere la muestra a un vial con medio conservante y genera en el laboratorio una preparación de área limitada. Los sistemas comerciales emplean principios de filtración, sedimentación u otras formas de transferencia. Su objetivo es obtener una capa más uniforme, reducir parte del fondo y estandarizar el área de lectura. No significa que cada célula tomada llegue al porta, ni que desaparezcan sangre, inflamación, moco o sesgos de recuperación.

En cérvix, su ventaja estratégica es que el mismo vial puede sostener citología y pruebas de VPH conforme al algoritmo del programa. En muestras no ginecológicas, puede ofrecer preparaciones uniformes y material residual para técnicas complementarias, pero el desempeño depende de la matriz y de la validación. La morfología cambia respecto al frotis convencional: los grupos pueden fragmentarse, el fondo ser más limpio y algunos elementos diagnósticos aparecer concentrados o alterados. Quien informa debe entrenarse en el sistema real del laboratorio.

6.1. Flujo operativo

1. Verificación: identidad, vial, volumen, fecha, integridad y correspondencia con la solicitud.
2. Homogeneización: según instrucciones validadas, evitando espuma y aerosoles.
3. Procesamiento: carga del sistema, separación de detritos y transferencia al área definida.
4. Fijación y tinción: secuencia compatible con la plataforma y con Papanicolaou.
5. Control de preparación: área completa, distribución, fondo, celularidad y artefactos.
6. Gestión del residual: conservación, tiempo, temperatura, cadena de custodia y pruebas adicionales según protocolo.

6.2. Ventajas y límites

La revisión técnica de 2022 sobre citología en medio líquido resume que los factores preanalíticos y el método de preparación modifican la morfología y el rendimiento; por ello, no deben trasladarse sin validación criterios desarrollados para otro soporte ¹². En el examen, una formulación extrema como “elimina siempre el fondo”, “recupera todas las células” o “sirve para cualquier técnica molecular” es sospechosa. La formulación correcta suele incluir plataforma, uso previsto y validación.

7. BLOQUE CELULAR O CITOBLOQUE

El citobloque concentra células y fragmentos de una muestra citológica en un material que se procesa e incluye en parafina. Acerca el espécimen al flujo histológico: permite cortes seriados, hematoxilina-eosina, técnicas histoquímicas, inmunohistoquímica, hibridación y, si la celularidad y la calidad lo permiten, análisis molecular. Además, puede preservar microarquitectura y reunir fragmentos que en una extensión quedarían superpuestos o perdidos.

No es “la única manera” de estudiar citología ni un sustituto automático de las extensiones. Una preparación directa puede conservar mejor la cromatina y el fondo; el citobloque puede ser paucicelular aunque las extensiones sean diagnósticas. El rendimiento depende de cómo se recupera el material, de la cantidad inicial, del método de agregación y de la fijación. Revisiones metodológicas han descrito plasma-trombina, coágulo, agar, geles, filtros y otros procedimientos, sin demostrar un único protocolo óptimo para todas las muestras ⁹¹⁰.

7.1. Objetivos y métodos

El método ideal retiene células escasas, produce un botón visible, evita contaminación, es seguro, reproducible y compatible con pruebas posteriores. Los métodos basados en coágulo aprovechan fibrina o plasma-trombina; los de gel o agar encapsulan el sedimento; los de filtro concentran físicamente las células; otros sistemas forman un pellet mediante centrifugación y soporte. La elección debe considerar volumen, contenido hemático, moco, disponibilidad, tiempo y cartera de biomarcadores.

7.2. Gestión de cortes

El citobloque se agota. Antes de pedir un panel amplio, se revisan hematoxilina-eosina, número y localización de grupos, porcentaje tumoral y pruebas previsibles. Los cortes en blanco se obtienen de manera planificada y se controla la contaminación del micrótomo y del baño. Cuando el tumor está en pocos niveles, recortar “hasta encontrarlo” puede consumirlo antes del estudio molecular. El facultativo debe coordinar morfología, inmunofenotipo y biomarcadores con el mínimo uso de material compatible con un diagnóstico seguro.

La guía CAP torácica 2020 considera aptos citobloques, extensiones y preparaciones en medio líquido para técnicas complementarias cuando se validan adecuadamente; no otorga al citobloque monopolio diagnóstico ⁸. Esta idea apareció también en la convocatoria de 2022: un extendido celular puede usarse para ALK si el laboratorio ha validado y controlado el proceso.

8. TINCIONES Y MONTAJE

8.1. Papanicolaou

La tinción de Papanicolaou combina una tinción nuclear con hematoxilina y colorantes citoplasmáticos diferenciadores. Su fortaleza es el detalle nuclear: membrana, cromatina y nucléolos, junto con transparencia citoplasmática. El resultado depende de fijación inmediata, hidratación y deshidratación correctas, tiempos, pH, filtración o recambio de reactivos y aclaramiento. El control diario no consiste solo en comprobar que “hay color”; debe valorar nitidez nuclear, diferenciación citoplasmática, ausencia de precipitado y montaje.

Una hematoxilina débil puede simular hipocromasia; una diferenciación excesiva borra cromatina; una deshidratación deficiente produce turbidez; agua en el aclarador genera opacidad; el montaje con burbujas u objeto extraño impide lectura y fotografía. Cada cubeta es un posible punto de arrastre. La secuencia, frecuencia de cambio y criterio de aceptación se registran. Los reactivos se etiquetan con preparación, apertura, caducidad y responsable.

8.2. Romanowsky y tinciones rápidas

Las tinciones Romanowsky se aplican a extensiones secadas al aire y destacan citoplasma, gránulos, estroma y material extracelular. Una variante rápida puede utilizarse durante ROSE, pero la rapidez no reduce el control: el grosor del frotis, el secado, la calidad del colorante y el lavado modifican la interpretación. El precipitado puede confundirse con microorganismos; un pH inadecuado altera el balance de azules y rosas; la exposición desigual genera campos no comparables.

8.3. Tinciones especiales

Las tinciones histoquímicas se solicitan por una hipótesis y se acompañan de control. PAS, tinciones para mucina, hierro, microorganismos u otros componentes pueden aplicarse a citobloque o, en protocolos específicos, a extensiones. La elección depende del soporte. Una tinción negativa sin control positivo adecuado no excluye la diana. Una tinción positiva debe localizarse en la estructura esperada y distinguirse de precipitado, fondo o pigmento endógeno.

8.4. Montaje, archivo y recuperación

El montaje protege la preparación, mantiene el índice de refracción y permite archivo. El medio debe ser compatible con el proceso; la preparación debe estar correctamente deshidratada si el sistema lo exige. El cubreobjetos ha de cubrir el área celular sin burbujas ni exceso de medio. La etiqueta permanece legible y no invade la muestra. Antes de archivar se verifica identidad, número de porta, tinción y calidad técnica.

La recuperación de un cubreobjetos o la destinción para otra técnica solo se realiza con procedimiento validado, porque puede perder células o alterar antígenos y ácidos nucleicos. Si un porta es el único material diagnóstico, se digitaliza o fotografía antes de una manipulación irreversible y se documenta la autorización. La custodia integra portaobjetos, bloques, imágenes y material residual con sus plazos y condiciones normativas y locales.

9. EVALUACIÓN RÁPIDA IN SITU (ROSE) Y ADECUACIÓN

La evaluación rápida in situ —rapid on-site evaluation, ROSE— examina durante el procedimiento una preparación representativa para responder dos preguntas: si se ha obtenido material útil y cómo deben dirigirse los siguientes pases. No equivale al informe definitivo. Puede sugerir una categoría amplia, reconocer necrosis, inflamación, tejido linfoide o una población maligna y activar el triaje, pero la conclusión final integra preparaciones completas, citobloque, antecedentes y técnicas adicionales.

9.1. Objetivos

• Adecuación: confirmar que el material representa la lesión y que su calidad permite la finalidad clínica.
• Dirección del muestreo: comunicar si hacen falta más pases, otra zona o una técnica distinta.
• Triaje: reservar material viable para citometría, estéril para microbiología, en medio apropiado para molecular o en citobloque.
• Ahorro: evitar pases innecesarios una vez cubiertas morfología y pruebas previstas.

La adecuación es específica del procedimiento. En una masa pulmonar no basta con “ver células”: deben ser compatibles con la diana radiológica y quedar suficientes para subtipado y biomarcadores. En un ganglio sospechoso de linfoma, abundantes células linfoides no garantizan que se haya enviado una fracción viable a citometría. En un quiste pancreático, el contenido, la mucina, el epitelio y los datos bioquímicos responden preguntas diferentes. ROSE debe usar criterios predefinidos y comunicación cerrada: el citopatólogo indica qué ha observado, qué falta y qué destino debe recibir el siguiente pase.

La guía CAP torácica 2020, activa y reafirmada en 2026, recomienda ROSE cuando esté disponible en procedimientos seleccionados y enfatiza la coordinación para pruebas complementarias ⁸. Una encuesta de la American Society of Cytopathology publicada en 2019 mostró variabilidad de práctica, lo que refuerza la necesidad de protocolos y competencias locales, no la copia de un número rígido de pases ¹¹.

9.2. Preparación rápida y comunicación

Se elige una preparación rápida que conserve suficiente material para el diagnóstico. La técnica debe minimizar aerosoles y contaminación, especialmente fuera del laboratorio. El área de ROSE necesita superficie limpia, contenedores de punzantes, gestión de colorantes y fijadores, identificación inmediata y transporte seguro de los portaobjetos. El resultado se comunica de forma estructurada: “material lesional presente”, “predominio necrótico”, “linfoide, reservar para citometría” o “insuficiente; repetir dirigido a componente sólido”. Una frase vaga como “parece bueno” no guía al operador ni queda auditable.

9.3. Tele-ROSE

La telecitología permite que un profesional remoto valore imágenes estáticas, vídeo, microscopía robótica o preparaciones digitalizadas. Mejora cobertura, pero introduce riesgos: selección del campo por otra persona, foco insuficiente, compresión, latencia, identificación, seguridad de datos y pérdida de contexto. La revisión de 2022 sobre telecitología en ROSE exige planificación, formación y validación para el uso previsto ¹³. Debe definirse qué ocurre si se pierde conexión, quién controla el porta, cómo se documenta el dictamen y cuándo se convierte el caso a evaluación presencial.

10. TÉCNICAS COMPLEMENTARIAS Y GESTIÓN DEL MATERIAL

La muestra citológica puede sostener inmunocitoquímica, hibridación in situ, citometría de flujo, microbiología y análisis molecular. La pregunta decisiva es si el ensayo concreto está validado para ese soporte, fijador y procesamiento. No basta con que el anticuerpo funcione en tejido fijado en formalina e incluido en parafina para asumir que funcionará en una extensión alcohólica. Tampoco un resultado molecular validado en citobloque se traslada automáticamente a sobrenadante o a un vial de medio líquido.

10.1. Inmunocitoquímica

Puede realizarse sobre citobloque, extensiones directas, citocentrifugados o preparaciones en medio líquido. El citobloque facilita protocolos semejantes a parafina, controles y múltiples cortes, pero puede tener menos células que el porta. Las extensiones permiten seleccionar una zona representativa y evitan el agotamiento del bloque, aunque la fijación sea diferente y el área celular pueda desprenderse. Los controles deben reproducir en lo posible matriz y procesamiento; un control tisular en parafina no detecta todos los fallos propios de un porta citológico.

El panel se ajusta a un diagnóstico diferencial, no a una costumbre. En carcinoma pulmonar no microcítico sobre muestra limitada, el objetivo es subtipar con el menor consumo compatible con seguridad. La convocatoria de 2022 destacó un panel ajustado de TTF-1 y p40 para reducir la categoría no específica. Esto no significa que dos anticuerpos resuelvan todo tumor ni autoriza a ignorar morfología, expresión aberrante o controles. Significa que el ahorro de tejido es una decisión clínica.

10.2. Citometría de flujo

La citometría requiere células viables en un medio y una ventana temporal compatibles con el panel. Se reserva antes de la fijación cuando existe sospecha hematolinfoide u otra indicación. La alícuota debe ser representativa; enviar solo sobrenadante claro mientras los fragmentos linfoides quedan en el porta produce un falso fracaso. La citometría no sustituye la morfología: integra viabilidad, dispersión, patrón antigénico y contexto, y puede ser limitada en poblaciones escasas, frágiles o no hematolinfoides.

10.3. Hibridación y técnicas moleculares

FISH y otros métodos de hibridación pueden aplicarse a citobloques y, con validación, a núcleos en extensiones. Para extracción de ADN o ARN se necesita estimar número de células, proporción tumoral, necrosis, contaminación y efecto del medio. Un resultado negativo por debajo de la sensibilidad del ensayo no excluye la alteración. La revisión microscópica previa debe marcar el área, documentar el porcentaje tumoral y proteger el porta diagnóstico.

La preservación se planifica desde la toma. Un biomarcador predictivo no es una técnica “extra” que se añade si sobra material; forma parte de la finalidad del procedimiento. La guía CAP torácica 2020 abarca inmunoperoxidasa, FISH, mutaciones, citometría y microbiología, y permite distintos soportes citológicos si el laboratorio demuestra su desempeño ⁸. Esta flexibilidad evita repetir una punción, pero exige más control, no menos.

10.4. Microbiología

Cuando existe sospecha de infección, la muestra destinada a cultivo o técnicas microbiológicas se obtiene y mantiene estéril, sin fijadores que inactiven el agente, y se transporta por el circuito correspondiente. La citología puede mostrar inflamación, inclusiones o microorganismos, pero no debe consumir la única fracción cultivable. La comunicación previa evita que todo el lavado se alcoholice o formalinice. El hallazgo microscópico inesperado activa medidas de bioseguridad, confirmación y notificación conforme al agente, sin sobrediagnosticar contaminantes.

11. SISTEMAS DE REPORTE Y CRIBADO CERVICAL EN ANDALUCÍA

Procesar bien no basta: la categoría diagnóstica debe transmitir riesgo y orientar conducta. Los sistemas estandarizados reducen ambigüedad, permiten auditoría y conectan citología con manejo clínico. Debes diferenciar la clasificación tumoral de los sistemas de reporte citopatológico. Los Blue Books WHO clasifican entidades; la serie conjunta IAC-IARC-WHO organiza categorías de citología por órgano y las vincula a riesgo y manejo. En agosto de 2026 la serie dispone de cuatro volúmenes: pulmón y pancreatobiliar de 2022, ganglio-bazo-timo de 2024 y partes blandas de 2026 ⁴⁵⁶⁷.

11.1. Pulmón

El WHO Reporting System for Lung Cytopathology, primera edición, volumen 1, publicado por IARC en 2022 y difundido en 2023, establece cinco categorías: insuficiente/inadecuada/no diagnóstica; benigna; atípica; sospechosa de malignidad; y maligna ⁴. “Probablemente maligna” no es una sexta categoría. La terminología debe acompañarse de tipo de muestra, adecuación, diagnóstico y, cuando proceda, comentario y pruebas complementarias.

11.2. Pancreatobiliar

El sistema WHO pancreatobiliar, primera edición, volumen 2, de 2022, utiliza siete categorías: insuficiente/inadecuada/no diagnóstica; benigna/negativa para malignidad; atípica; neoplasia pancreatobiliar de bajo riesgo/grado (PanN-low); neoplasia pancreatobiliar de alto riesgo/grado (PanN-high); sospechosa de malignidad; y maligna ⁵¹⁴. La categoría integra morfología, contexto y, en lesiones quísticas, datos clínicos, radiológicos y bioquímicos. Los porcentajes de riesgo pertenecen a una edición y población; no se trasladan como constantes eternas.

11.3. Tiroides

La tercera edición de The Bethesda System for Reporting Thyroid Cytopathology se publicó en 2023. Conserva seis categorías y actualiza nomenclatura, riesgos y opciones de manejo; la categoría benigna orienta a seguimiento clínico y ecográfico, ajustado a los hallazgos del paciente ¹⁵. La citología no reemplaza la estratificación ecográfica ni la concordancia. Si una PAAF benigna no explica un nódulo de alta sospecha, la discordancia se investiga.

11.4. Cribado cervical del SAS

El Programa de Detección Precoz de Cáncer de Cuello de Útero del Servicio Andaluz de Salud se dirige a mujeres de 25 a 65 años y se despliega progresivamente. La página oficial, actualizada en 2025 y consultada en agosto de 2026, establece una toma en kit de citología líquida y un algoritmo por edad ¹⁶:

Este algoritmo explica por qué el vial es un recurso compartido. La edad determina qué prueba abre el circuito; no se elige por preferencia del laboratorio. El despliegue poblacional progresivo no cambia la lógica técnica. Las circunstancias clínicas, antecedentes y resultados previos pueden modificar la ruta asistencial, de modo que el programa no debe aplicarse fuera de su población como una receta aislada.

12. FOTOGRAFÍA, TELECITOLOGÍA Y DIGITALIZACIÓN

La fotografía citológica documenta un hallazgo, facilita consulta, docencia, control de calidad y correlación. No es un adorno del informe. Una imagen diagnóstica debe ser fiel a la preparación, representar el hallazgo que se pretende comunicar y estar ligada al caso sin exponer datos innecesarios. El circuito comprende selección, captura, edición permitida, identificación, almacenamiento, acceso, copia de seguridad y conservación.

12.1. Captura microscópica

Antes de fotografiar se limpia la óptica, se corrige la iluminación y se realiza balance de blancos o calibración conforme al equipo. Se elige un campo representativo, no solo el más espectacular, y se captura una combinación de bajo aumento para contexto y mayor aumento para detalle. En citología, el espesor y los grupos tridimensionales exigen considerar varios planos focales. Una imagen estática de un único plano puede ocultar cromatina, nucléolos o bordes del grupo. Si se emplea apilamiento focal, debe conservarse el original y documentarse el procesamiento.

La escala debe proceder de una calibración objetiva por combinación de cámara, adaptador y objetivo. No se añade una barra estimada. El aumento nominal por sí solo es insuficiente si la imagen se recorta o redimensiona. Se evitan compresión excesiva, sobreexposición y saturación. Las modificaciones globales de brillo, contraste o color solo se aplican de modo no engañoso y reproducible; no se eliminan células, detritos ni fondos. La imagen original permanece inalterada.

12.2. Identidad, confidencialidad y archivo

El nombre de archivo o metadatos vinculan la imagen al identificador interno de forma controlada. Para docencia o comunicación externa se retiran datos identificativos conforme a finalidad, base jurídica y política institucional. Una captura de pantalla puede contener cabeceras, listas de trabajo o notificaciones; debe revisarse antes de salir del entorno asistencial. El almacenamiento personal o en servicios no autorizados rompe trazabilidad y confidencialidad.

12.3. Validación digital

La digitalización de porta completo y la telecitología deben validarse para su finalidad. El CAP mantiene activa su guía de validación de WSI, actualizada en 2021 y publicada en 2022, que exige demostrar concordancia antes del uso diagnóstico ¹⁷. La citología plantea retos específicos —profundidad focal, área celular pequeña, células dispersas—, por lo que aplicar una validación de histología sin representación citológica es insuficiente. Se incluyen tipos de muestra, tinciones, densidades y dificultades que reflejen la práctica real.

La validación evalúa sistema completo: escáner o cámara, objetivos, planos focales, visor, pantalla, red, identificación y usuario. Los cambios materiales de hardware, software, compresión o flujo requieren gestión y, cuando afecten el desempeño, verificación o revalidación. La fotografía estática puede apoyar una consulta, pero no equivale por defecto a revisar el porta entero.

13. PUNTOS DE CONTROL Y ASEGURAMIENTO DE LA CALIDAD

Un punto de control es una etapa donde una verificación puede prevenir, detectar o contener un fallo antes de que dañe al paciente. No todos los controles tienen la misma fuerza. La identificación antes de la toma previene un intercambio; revisar el porta al final puede detectarlo solo si deja una pista. Por eso se prefieren controles tempranos, barreras independientes y datos que permitan reconstruir el proceso. ISO 15189:2022, cuarta edición, ofrece el marco de competencia y gestión del riesgo; la SEAP-IAP recomienda acreditación por alcances e intercomparación externa ²³.

13.1. Mapa de control

13.2. Control interno

El control interno de tinción verifica reactivos, equipos, agua, temperatura y calidad de la preparación. Los resultados se aceptan con criterios objetivos y acciones ante desviación. En equipos automatizados se controlan mantenimiento, consumibles, alarmas y trazabilidad de cada ejecución. En técnicas manuales se documentan soluciones, lotes, tiempos y responsable. Un control que se mira pero no genera una decisión no controla nada.

La revisión diagnóstica puede incluir doble lectura, rescreening dirigido, revisión rápida, consenso y correlación. El diseño depende de población y normativa, especialmente en cribado cervical. La correlación citohistológica no se limita a contar coincidencias: analiza tiempo, localización, muestreo, categoría y causa. Una biopsia negativa tras citología sospechosa puede ser error citológico, error de muestreo histológico o lesión no alcanzada. Se revisan ambos materiales y el contexto antes de clasificar.

13.3. Evaluación externa e indicadores

La intercomparación externa revela desviaciones que un sistema cerrado puede normalizar. La SEAP-IAP recuerda que la participación es requisito relevante en el camino hacia la acreditación y que existen programas españoles de SEAP y de la Sociedad Española de Citología ³. La actividad debe cubrir diagnósticos y técnicas relevantes al alcance. Un resultado no conforme desencadena análisis, acción correctiva y comprobación de eficacia; no basta con archivar la puntuación.

Los indicadores se estratifican. Una tasa global de insuficiencia puede ocultar que un operador, órgano o método falla. Son útiles: insuficiencia por tipo de muestra y profesional; porcentaje de PAAF repetidas; rendimiento del citobloque; disponibilidad para biomarcadores; fallos de citometría o molecular atribuibles a preanalítica; contaminación; tiempos de respuesta; informes rectificados; discrepancias relevantes; incidentes de identidad; exposición y derrames. Cada indicador necesita definición, numerador, denominador, fuente, frecuencia, objetivo y responsable.

13.4. No conformidad y mejora

Ante una no conformidad se contiene el daño: detener una tinción, bloquear informes, localizar casos afectados, conservar registros y comunicar. Después se distingue corrección inmediata de acción correctiva. Repetir una tinción corrige ese porta; cambiar el programa de recambio, formar y comprobar que desaparece el precipitado aborda la causa. La eficacia se demuestra con datos posteriores. Los casi fallos también se analizan porque muestran barreras débiles antes de que haya daño.

14. TRANSPORTE DE MUESTRAS

El transporte debe conservar identidad, integridad, estabilidad y seguridad desde la toma hasta la recepción. Hay dos niveles: transporte interno dentro del centro y transporte externo sometido, cuando corresponda, a normativa de mercancías peligrosas. La clasificación no se deduce de que la muestra “sea citológica”, sino de su riesgo biológico, probabilidad de contener patógenos, fijador, volumen, modo de transporte y regulación aplicable.

14.1. Embalaje y contención

El principio general es una contención por capas: recipiente primario estanco y correctamente cerrado; embalaje secundario estanco con material absorbente suficiente para líquidos; y embalaje exterior resistente, identificado y acompañado de documentación separada del contenido. Varios primarios se protegen entre sí. Los portaobjetos viajan en cajas rígidas que eviten rotura; nunca sueltos en una bolsa. El exterior se mantiene limpio y la solicitud no se introduce en el mismo compartimento que puede contaminarse.

Las muestras clasificadas como sustancia biológica categoría B se transportan como UN 3373 y cumplen la instrucción P650. La documentación oficial española sobre ADR 2025 recuerda que el bulto completo debe superar una caída de 1,2 m y que el recipiente primario o el secundario debe resistir sin fugas una presión interna de 95 kPa ¹⁹. Esos requisitos no se aplican por intuición a toda muestra: primero se clasifica por personal formado. La guía WHO 2023–2024, publicada en 2025, cubre clasificación, embalaje, marcado, etiquetado, documentación y refrigeración ¹⁸.

14.2. Temperatura y tiempo

No existe una temperatura ni un tiempo máximo universal para toda citología. Un porta ya fijado, un vial cervical, un líquido cefalorraquídeo, una suspensión para citometría y una muestra microbiológica tienen estabilidades diferentes. El laboratorio publica instrucciones por matriz y prueba, validadas con el fabricante y evidencia. Se registra hora de toma y recepción y, cuando es crítico, temperatura o condición del transporte.

El refrigerante no debe contactar directamente con un primario frágil ni alterar la muestra. El hielo seco requiere embalaje que permita liberar gas y señalización correspondiente; además introduce riesgo de asfixia. Si se usa cadena de frío, se valida que la temperatura se mantiene y que el medio no congela accidentalmente. Una muestra que llega fuera de especificación se evalúa antes de informar: puede ser aceptable para morfología y no para un ensayo de ARN.

14.3. Fijadores y sustancias químicas

El formol y los medios con alcohol añaden peligros químicos. El recipiente debe ser compatible, estanco y con espacio adecuado; se evita el sobrellenado y se revisan las reglas de transporte del producto. No se supone que la fijación elimina instantáneamente todo riesgo biológico ni que una muestra fijada queda exenta de requisitos químicos. La documentación y el etiquetado se ajustan al contenido real.

15. SEGREGACIÓN DE RESIDUOS

La segregación comienza en el punto donde se genera el residuo, antes de mezclarlo. Su objetivo es evitar lesiones, exposición, reacciones químicas y tratamiento innecesario de residuos no peligrosos. En Andalucía, el Decreto 73/2012, de 22 de marzo, Reglamento de Residuos, clasifica en su artículo 109 los residuos sanitarios en grupos I a V y atribuye al productor, para los grupos III, IV y V, la segregación, envasado, retirada interna, almacenamiento temporal y entrega a gestor autorizado en el artículo 111 ²².

15.1. Punzantes y cortantes

Agujas, bisturíes, capilares y vidrios contaminados se eliminan inmediatamente en recipiente rígido, resistente a perforación, estable, cercano al punto de uso y sin reencapuchar ni manipular innecesariamente. No se llena por encima de su límite. Un porta roto contaminado se maneja con pinzas o medios mecánicos, nunca con la mano enguantada. La aguja de PAAF no se deja en la bandeja durante la preparación de extensiones.

15.2. Residuos biológicos y químicos

El residuo infeccioso se separa conforme a riesgo y procedimiento local. Los restos de muestra fijada pueden combinar peligro biológico residual y químico. Los fijadores, alcoholes, colorantes y disolventes no se vierten al desagüe salvo autorización expresa del procedimiento y normativa; se recogen en recipientes compatibles, cerrados y etiquetados. No se mezclan productos incompatibles. La ficha de datos de seguridad guía almacenamiento, derrames y eliminación.

El Decreto incluye en grupo III tanto residuos anatómicos humanos de determinada entidad como residuos de laboratorio y fijador de origen asistencial o investigador; y reserva en grupo IV restos humanos de suficiente entidad sujetos a normativa específica ²². El contexto, composición y entidad importan. Si un material mezcla componentes, se consulta el procedimiento de residuos y se aplica el circuito que controle todos los peligros, sin trasvasar ni “neutralizar” de forma improvisada.

16. BIOSEGURIDAD BIOLÓGICA Y QUÍMICA

La bioseguridad citológica parte de una evaluación del riesgo de la tarea, no de asignar mecánicamente un nivel a toda la sala. La cuarta edición del WHO Laboratory Biosafety Manual, de 2020, adopta un marco basado en riesgo: agente posible, vía de exposición, concentración, volumen, procedimiento, equipo, personal y consecuencias ²⁰. El Real Decreto 664/1997 exige identificar y evaluar naturaleza, grado y duración de la exposición biológica y repetir la evaluación cuando cambien las condiciones o haya indicios de enfermedad laboral ²¹.

16.1. Riesgo biológico por tarea

Las muestras frescas se tratan con precauciones estándar. Son tareas de riesgo abrir recipientes con presión, vortexar, pipetear, expulsar material de una aguja, homogeneizar, preparar líquidos viscosos, cargar centrifugadoras, abrir tubos tras centrifugación y limpiar derrames. Las medidas se combinan: cabina de seguridad biológica clase II para operaciones con aerosol cuando la evaluación lo indique; rotores o cubetas de seguridad; dispositivos cerrados; protección ocular y facial ante salpicadura; bata y guantes apropiados; higiene de manos; superficies descontaminables; y procedimientos de exposición.

Una cabina no protege si se obstruyen rejillas, se trabaja fuera de la zona útil, se introducen llamas o se mueve material con rapidez. No es una campana química para vapores de formaldehído o xileno. La centrifugación usa recipientes equilibrados e íntegros. Si hay rotura sospechada, se espera el tiempo definido por el procedimiento, se traslada o abre el sistema de seguridad en cabina y se descontamina con producto compatible. La limpieza debe distinguir derrame biológico de químico.

16.2. Exposición y derrames

Ante pinchazo o salpicadura se interrumpe la tarea, se realiza la primera atención indicada, se notifica de inmediato y se activa evaluación laboral. No se exprime agresivamente una herida ni se oculta el incidente. El registro incluye muestra, vía, EPI, momento y acciones, preservando confidencialidad. La profilaxis y el seguimiento dependen del riesgo. La vacunación y la formación se integran en prevención.

Un derrame se señaliza y contiene. El personal usa el EPI definido, retira punzantes con medios mecánicos, aplica desinfectante eficaz con concentración y tiempo de contacto validados, y elimina residuos por el circuito apropiado. Si contiene formol, alcohol u otro químico, el plan específico y la ficha de seguridad mandan: añadir hipoclorito a ciegas puede generar una reacción peligrosa. Tras la limpieza se registra el incidente y se repone el kit.

16.3. Formaldehído y otros agentes químicos

El formaldehído es cancerígeno y sensibilizante. El INSST, en sus Límites de Exposición Profesional 2026, fija para formaldehído (CAS 50-00-0) un VLA-ED de 0,3 ppm o 0,37 mg/m³ y un VLA-EC de 0,6 ppm o 0,74 mg/m³ ²³. El Real Decreto 665/1997, actualizado por el Real Decreto 612/2024, obliga a evaluar y, cuando sea técnicamente posible, sustituir el agente por otro no peligroso o menos peligroso ²⁴. Los valores límite no justifican trabajar sin extracción: la prevención prioriza sustitución, sistema cerrado, ventilación localizada y reducción de exposición antes que el EPI.

Alcoholes y algunos disolventes son inflamables; xileno y colorantes presentan peligros propios. Se almacenan en armarios y cantidades acordes a su clasificación, lejos de ignición, con recipientes cerrados y etiquetados. Las campanas químicas controlan vapores; las cabinas biológicas controlan aerosoles infecciosos. Si una tarea combina ambos peligros, prevención debe diseñar una solución compatible: no se elige el equipo por el nombre del laboratorio.

16.4. Competencia y cultura de seguridad

La formación se demuestra mediante competencia observada: preparar una centrifugadora, responder a un derrame, segregar un punzante, usar la cabina y comunicar una exposición. Los procedimientos deben estar accesibles en el punto de uso. Los cambios de equipo, medio o muestra requieren reevaluación. Una cultura segura no penaliza el aviso temprano; aprende de incidentes y casi fallos. La ausencia de notificaciones no prueba ausencia de riesgo: puede reflejar infradeclaración.

17. PERLAS DE EXAMEN Y ESTRATEGIA DE REPASO

Las perlas siguientes proceden de enunciados y plantillas definitivas del SAS. El tribunal publica pregunta, opciones y letra, pero no razonamiento; la explicación se apoya en las fuentes fechadas del tema. Se han excluido las preguntas anuladas y las dependientes de imagen. La mejor forma de estudiarlas es identificar qué decisión del circuito prueban.

17.1. Errores de examen previsibles

• Absolutos: “siempre formol”, “únicamente citobloque”, “todo positivo se confirma”, “un volumen mínimo garantiza adecuación”. Suelen negar la validación y el contexto.
• Confundir soporte con ensayo: la aptitud depende de la combinación soporte–fijación–método–finalidad.
• Confundir adecuación con abundancia: muchas células no prueban que sean de la lesión ni que se haya preservado material complementario.
• ROSE como diagnóstico final: su función es adecuación, orientación y triaje.
• Color de residuo como ley universal: primero grupo y peligro; después procedimiento local vigente.
• Un solo límite de formaldehído: INSST 2026 diferencia VLA-ED y VLA-EC.
• Triple embalaje sin clasificación: la clasificación regula marcado, documentación y requisitos.
• Foto igual a porta: una imagen seleccionada no representa necesariamente toda la preparación ni todos sus planos.

18. REFERENCIAS, VIGENCIA DE FUENTES Y PALABRAS CLAVE

Vigencia de fuentes

Corte de actualización: 28 de agosto de 2026. Se han utilizado ISO 15189:2022, cuarta edición; el manual WHO de bioseguridad, cuarta edición de 2020; la guía WHO de transporte 2023–2024 publicada en 2025; ADR 2025; los textos consolidados del RD 664/1997 y RD 665/1997 —este último tras la modificación de 2024—; el Decreto andaluz 73/2012; y los límites INSST 2026. Deben revisarse cuando se publique nueva edición, modificación normativa o LEP anual.

Para reporte citológico se han empleado los volúmenes IAC-IARC-WHO disponibles a esta fecha: pulmón y pancreatobiliar de 2022, ganglio-bazo-timo de 2024 y partes blandas de 2026. Para tiroides se usa Bethesda, tercera edición de 2023. La guía CAP de muestras torácicas es de 2020 y fue reafirmada en febrero de 2026, con próxima revisión anunciada para 2028. El algoritmo andaluz de cribado cervical se verificó en la página oficial del SAS en agosto de 2026; su despliegue es progresivo y debe comprobarse ante cambios del programa.

Las cifras de riesgo, categorías y paneles se vinculan a su edición o al enunciado oficial citado. No se han convertido en reglas universales. Los tiempos de estabilidad, parámetros de centrifugación, colores de contenedor y protocolos de fijación se dejan deliberadamente sujetos a validación y procedimiento local cuando una fuente general no permite fijar un valor único.